采血:一般原则

批准

• 采血程序应得到机构伦理委员会(AWERB, IACUC或同等机构)的批准，并在批准的研究方案中详细说明。
• 在英国，血液取样被认为是一种科学的程序，当样本是为科学目的而采集的。尽管去除血液本身会对动物产生不良后果，但取样方法(即将针头插入皮肤)所引起的疼痛被认为超过了需要由劳动法规调节的水平ASPA．
• 项目许可证应详细说明采血地点、采血数量和采血频率。从科学和动物福利的角度来看，这些应该是合理的。
• 采血人员还需要个人执照。在申请个人许可证之前，只能观察而不能实践采血技术。一旦获得个人许可证，血液采集只能在监督下进行，直到新的获许可人被认为在特定技术方面有能力。

培训和能力

• 对动物的处理和约束能力是采血必不可少的先决条件。请参阅我们的专用资源处理和约束．
• 培训应由适当的、有能力的培训人员进行，以便将最完善和最新的方法发扬光大。
• 应该为每种技术定义能力标准。例如，从犬头静脉采血的能力包括:
  • 了解该技术(例如用途的适宜性、合适的针头尺寸、允许的收集量、潜在的不良影响以及如何应对它们、如何处理采集的血液样本)
  • 冷静地约束狗的能力
  • 适当准备取样地点的能力——包括脱毛和皮肤准备，以一种不伤害狗或损伤皮肤的方式
  • 定位准确，血管扩张良好
  • 在不伤害狗狗的情况下插入针
  • 以适当的速度和体积去除非溶血血液样本而不造成瘀伤
• 在尝试执行任何技术之前，培训师应该与学员讨论对特定技术能力的期望，以及如何评估这些技能。决定能力的因素包括对协议遵守情况的评估、态度和同理心、对健康和安全的考虑以及采集血液样本所需实际技能的能力。
• 在一项特定技术中，达到特定水平的能力所需的训练和练习的数量因人而异，这取决于，例如，手的灵巧度、以前的经验、态度和教练的技能。如果技术不是例行实施，则需要再培训或额外的监督，并应鼓励个人在必要时寻求帮助。
• 没有经验的人应首先检查死去的动物(因其他目的而实施安乐死的动物)，以了解相关的解剖结构，从而避免在试图定位血管时重复失败的记录。应该使用演示和指导视频，例如本资源中的视频和Norecopa网站．无生命的物体(例如橙子)和模仿训练辅助工具/兽医模拟器(例如CurVet)^TM老鼠训练模拟器，Mimicky鼠标，犬头和前腿模型)，以便在对活体动物进行任何工作前，熟悉处理和使用针头和注射器的方法。观察有经验的人员也有助于学习技术。

• DOPS(程序/实践技能的直接观察)是一个定义良好的机制，用来衡量个人在程序或实践任务中的能力。的拉萨计划网站含有用于各种哺乳动物血液采样的DOPs。

• 提前准备好有标签的收集管和处理样品所需的设备(如冰、管辊/混合器、离心机等)。这对于药代动力学研究等过程尤其重要，因为这些过程中需要密切连续地采集多个血液样本。
• 提前安排所需的交通/快递服务。
• 提前计划，确保有足够的人力资源协助取样程序。这一点尤其重要，例如，如果要使用人工约束而不是约束装置，或者如果要对大群动物进行采样。

• 花时间让动物适应处理和限制装置(如果使用)可以减少动物的压力。习惯良好的动物可以不受约束地采集样本。

真空采血管

• 为了防止注射器上的过量吸尘，可以考虑使用吸尘式采血管，它在管内创建一个真空密封，以方便抽取预定量的血液。这降低了血肿形成的可能性，特别是在大型动物，如狗和灵长类动物。
• 使用真空吸尘器的一个优点是，血液不需要从注射器转移到收集管。此外，抽真空器可能含有添加剂，以稳定和保存血液样本。

变暖的盒子

• 啮齿类动物的血液取样可能需要在取样前对动物进行加热以扩张血管。
• 最佳做法是恒温控制温度不超过体温。应使用计时器以确保动物被加热的时间不超过10分钟，在此期间，动物应被持续观察，以防止体温过高(表现为呼吸急促、喘气或流涎)。
• 暖箱不应使用热灯等辐射源，由于有高热的风险，不建议在较短时间内使用高于体温的温度。加热箱应定期校准。
• 对于怀孕的动物或在有显著不良影响的情况下(例如，动物已经达到或接近研究的人道终点)，禁用加热方法。
• 一些实验室对尾巴进行局部加热(例如使用加热垫或温水浴)，以避免需要加热整个动物(这可能会造成更大的压力)。

克制管

• 在使用防鼠管时，应根据动物的大小选用合适的管，以免损伤动物的尾巴、睾丸和四肢。重要的是，它不能太大或太小，因为任何一个都可能导致受伤。
• 所有形式的抑制设备都应经常清洗，以防止信息素引起的应激或交叉感染。

• 采集部位周围的毛发应剪掉，皮肤用水基洗必泰溶液(或类似溶液)进行无菌处理。不建议使用手术刀刀片剃须，因为它会去除皮肤的表皮层。
• 无毒脱毛膏(Nair^®, Veet^®等)可以考虑在剪刀难以使用的地方。这种药剂的应用应按照制造商的指示，在指定的时间内在需要脱毛的区域上放置一层。要注意确保动物不会把奶油舔掉。用湿纱布或布擦拭患处即可去除脱毛和毛发。重要的是，去除所有脱毛膏的痕迹，以避免过度暴露于活性化学剂可能产生的刺激。
• 针头应该是一次性使用的，以避免被污染针头重复使用网页)．钝的和用过的针应该直接扔进锋利的容器里。

处理和约束

• 请参阅我们的专用资源处理和约束．
• 坚定，同理心的处理是非常重要的，提取血样所需的时间也是如此。这两个参数都会影响动物的应激程度，从而影响样本和研究数据的质量。
• 动物应由有经验的人(最好是动物所认识的人，特别是对较大的实验动物物种)加以约束。正确的约束水平是允许在第一次尝试时获得令人满意的样本，但不会使动物变得不必要的痛苦。
• 可以使用无生命的抑制器，尽管这可能并不总是对个别动物最好的方法。手动约束有助于更有效地识别痛苦，并允许根据动物的要求修改约束。此外，如果精制技术，例如，正强化训练或微量试样使用。
• 如果抽取样本的速度过快，静脉就会塌陷，因此应注意以适当的速度抽取血液。
• 根据物种的不同，应该考虑在每次流血后提供奖励。

针的大小

• 应使用无菌针(或柳叶刀)刺穿皮肤和皮下血管。
• 针的尺寸(长度和孔)非常重要。
• 建议使用直径足够大的针，以确保快速抽血而不使静脉塌陷，同时避免血肿(即针孔应刚好小于血管直径)。
• 由于浅表血管靠近皮肤表面，用于从这些静脉取样的针应该保持最小的长度。这将确保针在插入过程中得到最好的控制，减少动物受伤的风险。
• 对于这些页面中所介绍的特定技术，给出了适当针头尺寸的建议。啮齿动物建议最大量程为25G，狗建议最大量程为21G。

静脉的位置和位置

• 选择一个适合的地方，一个对动物造成最小压力的地方。例如，如果在静脉给药程序后采血，那么考虑是否可以从另一静脉取样。
• 注意，从不同地点采集的样本可能有生化/血液学值的差异因此，如果在整个研究过程中收集的样本都应该使用相同的血管(例如，总是从尾静脉中收集)。如果需要重复采样，选择一个可以在采样点之间交替进行的容器是很重要的，以避免擦伤等。
• 应该花时间准确定位，如有必要，在刺穿血管之前，通过加压手动扩张静脉。
• 建议通过静脉穿刺路径收集血液样本不应超过三次。如果采集血液的尝试失败，应将该动物留在原地，并在稍后的时间再次尝试采样，最好由另一个人进行。

静脉扩张

• 在有意识的啮齿类动物中，如果按照最佳做法(如上所述)首先将动物(或动物的部分样本，如尾巴)加热，则更容易获得血液。
• 在麻醉动物中，麻醉可引起血管舒张。因此，被麻醉的动物可能不需要加热，所以在为其他目的麻醉动物时，应该考虑到出血。
• 静脉进入通常不需要麻醉，因为相关的压力可能比针刺或长矛穿刺的不适感更大。
• 局部局部麻醉(如EMLA、LMX)可有效止痛，防止静脉穿刺时的不适和疼痛。然而，这些化合物需要15-30分钟的接触时间才能充分发挥作用。为了防止涂抹后被动物舔掉，可以用封闭敷料覆盖该区域(尽管在小型啮齿类动物中，这可能会带来实际困难)。
• 应听取兽医的意见，选择最适当的麻醉药。某些麻醉药或麻醉药混合物成分(如美托咪定或羟嗪)会引起血管收缩，因此应避免使用。

潜在的不利影响

由于取样技术不佳可能产生的潜在问题包括压力、出血、挫伤、血栓形成、针入部位感染、静脉炎、疤痕和神经损伤。有关不良反应的治疗建议应向指定兽医咨询。

• 除非动物有凝血缺陷，否则由于止血不良而导致的出血不是一个常见的问题，在某些情况下，持续按压几分钟就足以止血。动脉取样后，可能需要长时间压迫穿刺部位以止血。
• “瘀伤”是由于静脉穿刺时，或动物被放入笼子或围栏后，皮下出血造成的，这时动物自己通过舔或摩擦，可能会使伤口加重。动物应在大约30分钟后进行检查，如有必要，应采取适当措施(例如咨询指定的兽医)。
• 血栓形成(凝块)和静脉炎(静脉炎症)通常是由于未采用无菌技术引起的。偶尔也会导致自残。

从动脉中采集血液的主要原因是可以快速和相对容易地获得大样本。上面描述的静脉穿刺的许多原则也适用于动脉穿刺。

插管(也被称为导管插入)是一种重要的去除血液的技术，因为它减少了与多次采样相关的压力，例如，重复约束和针棒。

• 当需要重复取样时应考虑插管，特别是在相对较短的时间内。
• 在某些物种中，可能需要以某种方式约束动物，以阻止它取出插管。例如，老鼠通常会被套具、旋转和拴绳系统限制，这限制了正常的活动。在插管前，动物应该适应任何约束系统。
• 拴着的动物通常是单独安置的，因此增加了压力和程序的严重性。与群居动物打交道时，应尽一切努力使它们保持在社会群体中。通过适当的套管包扎和保护，可以成功地将插管的猪、猫和绒猴分组安置。
• 插管有可能对动物造成不适，因此需要在术后给予止痛剂和仔细的术后护理，并在插管到位的时间内进行监测。
• 套管相关感染可以通过使用无菌设备和溶液，以及采用无菌技术来避免。
• 在选择用于插管的动物时，应评估它们的健康状况和行为气质。这将有助于确保动物能够处理额外的导管维护和所需的给药程序。

请参阅我们的专用资源血管导管．

• 心脏穿刺只能在深度麻醉或安乐死的动物身上进行。
• 用这种方法在麻醉末期放血是很常见的。如果该程序是终末期的，应通过ASPA附表1所述的适当的杀死方法确保放血后死亡。

抽取的血量和采样的频率应基于科学程序的目的和动物的总血量。考虑采样量和采样频率的综合效应是必要的。如果过多的血液抽得太快，或者太频繁而没有替换，动物可能会出现短期低血容量性休克和/或长期贫血(见下文)。如果采用过多的抽样，可能会混淆数据的解释和科学有效性。

• 作为一般原则，样本量和样本数应保持在最低限度。
• 作为一般指南，一次可从营养充足的正常、健康动物体内摄取高达10%的总血容量(TBV)，不良影响最小;这一卷可以在三到四周后重复。在反复抽血(如每周)的情况下，建议的上限通常是28天内15% TBV。对于间隔较短的重复出血(例如数天内)，建议每24小时最大剂量为1.0% TBV。应考虑到压力的影响，部位的选择和麻醉剂的使用。
• 如果需要频繁取样，应考虑使用插管作为重复静脉穿刺压力较小的替代方案。

一般情况下，总血量一般可估计为55 - 70毫升/公斤体重。然而，在这些计算中应该小心，因为在肥胖和老年动物中，总血液的百分比将较低(-15%)。

以下是实验动物、家养动物和非人灵长类动物的总血液量和安全血液样本量的综合表(改编自沃尔芬森S和劳埃德M 2003年[1):

$单个品种的血容量估计可能不能反映个体品种之间的差异或因年龄、体型或疾病而产生的差异
*单次出血总血量的10%
品种变异多
一个小猎犬
b成人体重450-600公斤

的EFPIA/ECVAM给药和取血的良好实践指南也包含建议的平均总血容量和最大血液样本容量的物种，给定的体重。

我们有决策树鼠标而且老鼠，它可以帮助你确定可以从这些物种中抽取的血液的数量，并根据该数量，选择最合适的技术。

关键是要能够识别休克和贫血的临床体征，并能够采取适当的行动。

• 低血容量性休克的症状包括脉搏快而细、粘膜苍白干燥、皮肤和四肢发冷、不安、换气过度和低于正常体温。如果发生休克，应立即咨询冠名兽医。如果超过10%的总血量已被切除，则例行更换同容积的温(30-39^oC)正常缓冲盐水构成良好的动物护理。
• 贫血的迹象包括结膜或口腔内部粘膜苍白，舌头、牙龈、耳朵或脚垫(非色素动物)苍白，不能运动，在更极端的情况下，休息时呼吸频率增加。如果担心贫血的发展，则应在整个出血系列中监测充血细胞体积、血红蛋白水平、红细胞和网织红细胞计数，使用从每只动物的第一个样本的结果作为动物的基线。