血液采样:鼠标
小鼠血液取样方法，包括非手术、手术和终端技术。
在这一页上
一般原则
决策树
抽取的血量和采样的频率应基于科学程序的目的和动物的总血量。作为一般原则，采样量和采样频率应保持在最低限度。进一步的建议载于一般原则．
一只老鼠有多少血?
平均而言，老鼠每公斤体重大约有58.5毫升的血液。
因此，一只体重为25克的老鼠的总血容量(TBV)约为58.5 ml/kg x 0.025 kg = 1.46 ml。
如何确定最合适的小鼠采血技术?
下面的两个表是为了帮助确定从动物身上抽取的血量，并根据血量选择最合适的技术。
1.你需要同一只老鼠的多个血样吗?
是的 |
没有 |
|---|---|
在任何单一场合，最大TBV <10% (= 0.14 ml)和28天内TBV <15% (= 0.21 ml) |
最大<10% TBV (= 0.14 ml) |
对于短时间间隔重复出血，建议在24小时内限制<1% TBV (= 0.01 ml)和考虑管子 |
或全身麻醉下的终端样本(体积不限) |
2.你需要多少血?
总共<0.20 ml |
总共<0.20 ml |
>共0.20 ml |
|---|---|---|
需要全身麻醉 |
不需要全身麻醉 |
需要全身麻醉;非复苏 |
血管管子 尾巴剪* |
隐静脉 下颌静脉* * 舌下静脉* * * 尾静脉 |
心脏穿刺 腹部/胸部血管 Retro-orbital # 斩首# |
*不建议采用更精细的抽样方法。再加上动脉/静脉混合样本。
**不广泛使用[1］
***不广泛使用[2］
血液可能与组织液混合。
微量试样
生物分析技术的进步开辟了使用更小样本量(≤50 μ l的微样品)来评估血液、血浆和/或血清中药物和化学物质接触的潜力。
关于微采样的信息(例如研究设计，采样协议，视频)可以在我们的专用微量试样资源．对尾静脉的采样技术如下所述。
资源和引用
Golde WTet al。(2005)。一种快速、简单、人道的方法，用柳叶刀治疗小鼠下颌下出血。实验室动物34(9): 39-43。doi: 10.1038 / laban1005-39
Hiemann米et al。(2009)。从小鼠和仓鼠的舌下静脉采血:一种适合的替代球后技术，它提供了大容量并最大限度地减少组织损伤。实验动物43(3): 255 - 60。doi: 10.1258 / la.2008.007073
william Diehl KHet al。(2001)。给药和取血的良好实践指南，包括路径和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物的血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
Teilmann交流et al。(2014)。经球窦后穿刺和面静脉静脉切开术采血对实验室小鼠生理和病理的影响。《公共科学图书馆•综合》9 (11): e113225。doi: 10.1371 / journal.pone.0113225
迈耶Net al。（2020）.三种常用的采血技术对实验小鼠福利的影响:从动物的角度。《公共科学图书馆•综合》15 (9): e0238895。doi: 10.1371 / journal.pone.0238895
血管插管(外科)
技术
血管管子当需要重复采样时应考虑，因为它避免在任何一个部位有多个针入口。它适用于所有品系的小鼠，可用于从颈动脉、腔静脉和股静脉采血。手术是必要的，也是适当的麻醉、镇痛和无菌技术应该尽量减少造成的疼痛。在采集血液样本之前，小鼠应该恢复到术前体重。
对于恢复工作，套管可以通过外套和栓系系统在颈后进行外化。护套会导致肿胀和皮肤擦伤，小鼠需要定期和详细的观察，以确定任何问题。使用皮下接入端口可能比外化更合适，因为这些消除了栓系的需要，因此允许集体居住。对于终端工作，套管不外化。
注射过套管的小鼠通常单独安置。笼子、垫层和环境富集需要适当，以防止绳缠绕和伤口污染。此外，床上用品需要无沙。
使用的套管较小，会促进血液凝结(但较大的套管会擦伤血管壁)。为了防止这种情况，套管需要定期维护(例如用抗凝血剂冲洗)。
使用导管可抽取0.01 - 0.02毫升的血液，视情况而定样品体积在24小时内，最多可采集6个样本，最多可采集总血量的1%。应采用无菌技术。采血后应使用无菌盐水和抗凝血剂冲洗套管，以防止阻塞。然后将一根针插入套管的外化端以阻止血液流动。在取了一系列样品后，可以使用无菌锁定溶液来锁定套管，允许在几天内避免冲洗。
以下事项应每日检查
- 应检查与护套接触的皮肤是否有磨损。
- 应该检查夹克是否松紧。
- 应检查伤口部位是否有感染/淤青/肿胀/出血。
- 检查插管是否通畅(无堵塞)。
- 鼠标的重量(记住重量包括设备的重量)。
上述任何变化可能需要兽医咨询或治疗，也可能表明已达到人道终点，应采取适当行动。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 根据采样量的不同，建议在24小时内最多采集6个样本。 |
| 样品体积 | 0.01 - 0.02 ml |
| 设备 | 25克插管 |
| 员工资源 | 需要一个人取血样。需要更多的人力资源来进行手术，为单个动物提供必要的术后护理，以及术后动物的日常观察。 |
| 不良反应和发生率 |
一定要使用我们的建议血管导管减少不良反应的发生。 |
| 进一步的考虑 | 在开始采血前，小鼠应该恢复到术前体重。 |
资源和引用
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- 加州大学戴维斯分校(2015)。小鼠尾静脉插管术．
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尾巴剪断(非手术)
技术
剪尾巴是一种粗糙的取样方法，应该避免，因为它涉及到用手术刀从尾巴尖端切除软组织，这会对尾巴造成永久性损伤，并给老鼠带来疼痛。该技术的另一个限制包括污染，因为样品中含有组织液和血液。
尾静脉(非手术)
技术
尾静脉取样适用于通过尾静脉切口(用针或枪)取少量血(小于0.2 ml)。它适用于所有菌株，但在黑色或色素小鼠中比较困难，因为它们的血管系统很难通过皮肤观察。对于有能力的个人来说，这是快速和简单的执行。查看下面的老鼠尾巴静脉采样技术的视频。
这种技术可能需要在采集样本之前对动物进行加热，以便扩张血管。这可能是压力，可能会导致脱水，由于唾液，除了增加代谢率，这可能会影响实验数据取决于观察到的参数。因此，在可能的情况下，特别是在需要采集多个样本的情况下，应使用隐静脉采样等其他途径。
通常使用侧尾静脉，根据动物的大小和健康状况，每个样本可获得50µl - 0.2 ml的血液。应该用稀释的氯己定等抗菌溶液清洗尾巴，以消毒该区域并查看血管。这对黑色和有色素的老鼠特别有用。照明设备如有必要，可用于改善尾静脉的可视化。
为避免尾巴擦伤和损伤，一般情况下，在每24小时内抽取的血液样本不应超过两份。如果一天内需要多个样本(例如在进行葡萄糖耐量测试时)，可以轻轻浸泡结痂或血块并去除。如果有必要和正当理由取四个以上的样本，应考虑使用临时或外科插管方法。应尽量减少抽血次数(每次抽血不超过三针)，并应在两次抽血之间给尾巴足够的时间恢复。应使用尾巴的交替两侧，并将连续针刺移向尾巴基部。
如果有必要加热动物，接下来应该使用加热柜(不超过体温10分钟)最佳实践．雄鼠可能需要单独取暖以避免打架。
侧尾静脉通常从尾尖沿尾长约三分之一处进入，在多个样本中向尾基部移动。无菌技术应该使用。动物可能需要这样克制这会导致压力;因此，应尽量缩短约束的持续时间。通过适当的训练和适应，克制可能是不必要的。
应该用手指按压软组织来阻止血流。在将动物放回笼子之前，应将一个手指放在采血点约30秒，并监测动物的不良反应。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 每次疗程可以取一到两个血样24小时内都可以，取决于样品体积． |
| 样品体积 | 50 ul至0.2 ml |
| 设备 | 25克针或兰斯 |
| 员工资源 | 如果使用限制管，需要一个人取血样。对于大群的动物，需要更多的工作人员。对于习惯良好的动物样本，不需要约束。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 老鼠可能温暖，扩张血管。应注意避免高温和脱水。 |
资源和引用
- william Diehl KHet al。(2001)。给药和取血的良好实践指南，包括路径和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
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- 莫顿DBet al。(1993)。从实验室哺乳动物和鸟类身上取血。实验动物27(1): 22页。doi: 10.1258 / 002367793781082412
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- 边一个et al。(1998)。小鼠、大鼠、仓鼠、沙鼠、豚鼠、雪貂、水貂大隐静脉穿刺采血。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
- 马萨德勒和贝利SJ(2017)。验证从幼鼠和成年鼠中重复提取血液样本的精制技术。实验动物47(4): 316 - 9。doi: 10.1177 / 0023677213494366
- David JM和Chen X(2018)。小鼠侧尾静脉采血加热装置的评价。药理学和毒理学方法杂志94 (Pt(1): 87 - 93。doi: 10.1016 / j.vascn.2018.06.002
- 迈耶Net al。（2020）.三种常用的采血技术对实验小鼠福利的影响:从动物的角度。《公共科学图书馆•综合》15 (9): e0238895。doi: 10.1371 / journal.pone.0238895
隐静脉(非手术)
技术
从侧隐静脉取样是一种相对快速的方法，以获得所有菌株的小鼠血液样本。它不需要动物加热样本收集。
关于这种技术的限制和采样的幻灯片和视频可以在Norecopa的网站。
血液从侧隐静脉中收集它向背侧流动然后向外侧流过跗骨关节。
有意识的老鼠应该克制要么手动，要么使用约束管。这可能会造成压力，因此应该尽量减少克制的时间。在使用限制管的地方，它应该适合鼠标的大小。所有形式的抑制设备都应经常清洗，以防止信息素引起的应激或交叉感染。
未训练(上)和训练(下)小鼠的大隐静脉出血。未经训练的老鼠很激动，甩着僵硬的尾巴，挣扎着试图逃跑;它的耳朵向后仰着，眼睛半闭着;由于血流被“关闭”，处理人员很难找到血管。相比之下，经过训练的老鼠很平静，尾巴放松，眼睛睁大;小鼠的颜色正常，便于技术人员找到血管，填充毛细血管。
收集血液时，应在伸直的姿势中，通过向膝关节上方施加轻柔的向下压力来固定后腿。这拉伸了脚踝上的皮肤，使它更容易夹住和固定隐静脉。请注意，不再推荐用手术刀刮除毛发，因为它会去除皮肤的表皮层。无菌技术应该使用。麻醉不是必要的，但可以用于难以收留的动物的福利理由。如果镇静剂含有外周血管扩张剂，剂量应较低，以避免穿刺部位出血时间延长。应尽量减少抽血次数(每次抽血不超过三针)。血液通过毛细血管作用收集到红细胞压积管或被动收集到管中。
血液流动可以通过手指在穿刺部位轻轻按压，或简单地放松操作者对动物腿的抓握来停止。在血流停止之前，不应将动物放回笼子。
在任何24小时内抽取的血液样本不得超过4个。如果需要更多的样本，那么临时或手术管子应该考虑。去除结痂或血块的多个样本。
小鼠在隐静脉取样后可能会表现出对侧肢体的暂时偏爱。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 在任何24小时内抽取的血液样本不得超过4个。 |
| 样品体积 | 单个样品最多可达0.2 ml，通常可以每隔2周重复一次，而不会影响血液学状态。或者，多个小样本(例如0.01毫升每天)，考虑到限制样品体积． |
| 设备 | 27 g或25克针或兰斯 |
| 员工资源 | 需要一个人取血样。 |
| 的不利影响 |
|
资源和引用
- 边一个et al。(1998)。小鼠、大鼠、仓鼠、沙鼠、豚鼠、雪貂、水貂大隐静脉穿刺采血。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
- william Diehl KHet al。(2001)。给药和取血的良好实践指南，包括路径和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
- Luzzi米et al。(2005)。从啮齿类动物身上采集血液:实验动物改良和浓缩论坛的讨论．动物科技与福利4(2): 99 - 102。
- Abatan OIet al。(2008)。小鼠大隐静脉穿刺和改良尾夹采血的评价。美国实验动物科学协会杂志47(3):地位。PMID: 18459706
Retro-orbital(终端)
技术
又称眶周、眶后和眶静脉窦出血。
血液从静脉窦收集。鼠标克制脖子被轻轻地磨皱，眼睛凸出来。毛细管/移液管插入内侧、外侧或背侧。血液通过毛细管作用流入毛细管/移液管。所获得的样品是静脉血和组织液的混合物，不代表静脉血。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
数量的样品 |
一个 |
样品体积 |
最多0.5毫升 |
设备 |
玻璃毛细管或巴斯德移液器。 |
员工资源 |
需要一个人取血样。 |
其他 |
手术应在麻醉末期进行。 |
的不利影响 |
|
资源和引用
- 乔EJet al。(2021)。比较小鼠眶后丛和面静脉采血减轻动物伦理问题。实验动物研究37(1): 12。doi: 10.1186 / s42826 - 021 - 00090 - 4
- 迈耶Net al。（2020）.三种常用的采血技术对实验小鼠福利的影响:从动物的角度。《公共科学图书馆•综合》15 (9): e0238895。doi: 10.1371 / journal.pone.0238895
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- 霍夫J(2000)。小鼠采血方法．实验室动物29日(10):47-53。
腹部/胸部血管(末梢)
技术
这适用于所有种类的小鼠，是一种从安乐死的小鼠或处于晚期的小鼠中获得单一、大、高质量血液样本的合适技术麻醉．根据小鼠的大小，可收集0.4 -1.0 ml的样本量。由于心脏没有被刺穿，在必要时可以使用这种技术来避免心脏损伤。
血液从腹腔静脉，腹主动脉或主动脉弓收集，可以通过剖腹手术或开胸手术进入较大的小鼠。除去结缔组织并施加手指压力是扩张血管所必需的。血液应该缓慢排出，以防止血管崩溃。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 25克针 |
| 员工资源 | 需要一个人取样品。 |
资源和引用
- Hedrich H(2012)。实验室的老鼠．2nd版。学术出版社
- Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物的血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。doi:10.4103 / 0976 - 500 x.72350
- 莫顿DBet al。(2001)。完善药物管理程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
心脏穿刺(终端)
技术
心脏穿刺如果不需要凝血参数，不需要单独的动脉或静脉样本或心脏组织学，那么从安乐死的小鼠或深度麻醉的小鼠中获得单一的、大的、高质量的样本是一种合适的技术吗?它适用于所有品种的老鼠。
根据老鼠的大小和心脏是否跳动，可以获得0.1 - 1ml的血液。血液样本从心脏取，最好是从心室取，可以通过胸腔左侧、横膈膜、胸骨顶部或进行开胸手术获得。血液应该缓慢排出，以防止心脏衰竭。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 23 g - 25克针 |
| 员工资源 | 需要一个人取血样。 |
资源和引用
- Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物的血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。doi:10.4103 / 0976 - 500 x.72350
- 霍夫J(2000)。小鼠采血方法．实验室动物29日(10):47-53。
- 莫顿DBet al。(2001)。完善药物管理程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
附表1击昏和斩首(末端)
技术
使用这种技术的主要原因是获得不受麻醉药物或二氧化碳影响的大量血液。如有必要，可从躯干采集大量血液，但应注意的是，有被其他体液和组织污染的风险。
为了被视为附表1的安乐死方法，被击昏的老鼠必须在斩首前被确定死亡(例如通过确认血液循环停止或放血)-见修订版第1(4)条ASPA)．对于动物的种类和大小，这种方法只能由有能力使用这种方法的人来执行。应对死去的动物进行击昏和斩首训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(例如，断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人取血样。 |
| 其他 | 这种技术需要高水平的专业知识。 |
斩首(终端)
技术
这种技术只能在罕见的情况下使用，并有特殊的科学理由。因此，在英国，这种方法并不属于一级安乐死方法个人和项目许可证授权是必需的。
在深度麻醉下，从动物被斩首的部位采集躯干血。应该注意的是，有来自其他体液和组织的污染风险。应该对死去的动物进行斩首训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(例如，断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人取血样。 |
| 其他 | 这种技术需要高水平的专业知识。 |
