采血:大鼠
大鼠血液取样方法，包括非手术，手术和终端技术。
在本页
一般原则
决策树
取血量和取样频率应基于科学程序的目的和动物的总血量。作为一般原则，样本量和样本数应保持在最低限度。进一步的建议载于一般原则．
一只老鼠有多少血?
平均而言，大鼠每公斤体重有大约64毫升的血液。
因此，体重400克的大鼠总血容量(TBV)约为64毫升/公斤× 0.4公斤= 25.6毫升。
如何确定最适合大鼠的采血技术?
下面的两个表旨在帮助确定从动物身上取样的血液量，并根据该量，使用最合适的技术。
1.你需要同一只老鼠的多个血液样本吗?
是的 |
没有 |
|---|---|
在任何单一场合下，最大TBV <10% (= 2.56 ml)和<15% TBV (= 3.84 ml) 28天 |
最大<10% TBV (= 2.56 ml) |
| 对于短时间间隔重复出血，建议24小时内限制<1% TBV (= 0.25 ml)和考虑管子 | 或全身麻醉下的最终样本(体积不限) |
2.你需要多少血?
总量<3.0 ml |
总量<3.0 ml |
共>3.0 ml |
|---|---|---|
需要全身麻醉 |
不使用全身麻醉 |
需要全身麻醉;非复苏 |
血管插管 |
隐静脉 尾静脉/临时插管 颈静脉 舌下静脉* |
心脏穿刺 腹部/胸部血管 Retro-orbital * * 斩首* * |
*应用不广泛[1］
血液可与组织液混合
微量试样
生物分析技术的进步开辟了使用更小样本量(≤50 μ l的微样品)来评估血液、血浆和/或血清中的药物和化学暴露的潜力。
关于微采样的信息(例如，研究设计，采样协议，视频)可以在我们的专用网站上找到微量试样资源．对尾静脉的取样技术如下所述。
资源及参考资料
西瓦et al。(1998)。大鼠舌下静脉采血方法的改进。实验动物32 (4): 369 - 76．doi: 10.1258 / 002367798780599910
william Diehl KHet al。(2001)。一个很好的实践指南的管理物质和血液的清除，包括路线和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
Powles-Glove Net al。(2014)。车辆给药成年大鼠血液微采样毒理学效应评估。管制毒理学和药理学68(3): 325 - 31所示。doi: 10.1016 / j.yrtph.2014.01.001
血管插管(外科)
技术
血管插管当需要重复取样时应考虑，因为它可以避免在任何一个部位有多个针入。适用于各品系大鼠，可用于股动静脉、颈动脉、颈静脉、腔静脉、背主动脉采血。手术是必需的，使用无菌技术预防术后感染，并适当麻醉镇痛来减少疼痛。在采集血样之前，应该让大鼠恢复到术前的体重。
导管通过手术植入并连接到经皮皮肤按钮，该按钮固定在肩胛骨背侧中线区域。使用经皮皮肤纽扣比夹克或挽具更可取，因为它已被证明有较低的不良反应发生率。带有间隔的经皮皮肤按钮是封闭系统，在动物没有被取样时，不需要将动物拴在一起。
已植入导管和经皮皮肤按钮的动物可在手术后立即分组安置(使用保护帽)。此外，皮肤纽扣对动物的运动没有影响。由于经皮皮扣是一个封闭系统，笼装、被褥和环境富集不需要因担心污染而进行修改。皮肤按钮应始终使用适当的无菌技术防止导管污染。
相比之下，夹克和系绳系统会限制大鼠的自由活动，手术后可能需要单独安置，这将进一步对它们的健康产生负面影响。笼子、被褥、环境富集要适当，防止绳绳缠绕，防止伤口污染。此外，床上用品需要无沙。
导管的选择取决于要置管的血管和预期的开放时间。例如，对于长期的通畅，圆形尖端聚氨酯导管将是一个理想的选择。对于短期研究，方头聚氨酯导管是可以接受的。应考虑导管材料和蒸发的可能性。
对于植入导管和经皮扣的动物，应进行常规冲洗和导管维护(每周不超过一次)。在可能的情况下，注入导管的溶液应始终是无菌的和药物级的。
小导管会增加血液凝固的风险(大导管会擦伤血管壁)。为了防止这种情况，导管需要定期维护(例如，定期用适当的冲洗液冲洗。看到我们的防止血栓形成详情请浏览网页)。
应该收集血液无菌．通常每个样品可取0.1 - 0.2 ml。取决于样品体积出于科学目的，两小时内最多可采集6个样本，24小时内最多可采集20个样本。采血后应将含抗凝剂的无菌生理盐水冲进导管内，防止血液凝结。无菌技术更容易遵循使用经皮皮肤按钮与隔膜;保持无菌与开放的系统和针需要小心的努力，增加了污染的风险。
制药级无菌锁定的解决方案在采集一系列样品后，应用于锁定导管，避免冲洗数天。
对于所有植入皮下按钮和导管的动物，应每天检查以下内容:
- 动物风度(明亮、警觉、敏感)。
- 水化状态。
- 食品消费。
- 尿/粪量正常。
- 切口愈合良好，无肿胀、炎症、感染或皮肤擦伤。
*经皮皮肤钮扣不需要每日检查。
**可根据设施协议监测动物体重，但体重减轻不是该程序的标准观察。
上述任何变化都可能需要兽医咨询或治疗，或者可能表明已达到人道终点，应采取适当行动。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 建议在2小时内最多可采集6个样品，或在24小时内最多可采集20个样品，这取决于样本量。 |
| 样品体积 | 0.1 - 0.2 ml |
| 设备 |
|
| 员工资源 | 一个人需要采集血样。然而，手术需要更多的人力资源，需要对个体动物进行必要的术后护理，以及术后的日常动物观察。 |
| 的不利影响 |
一定要采纳我们的建议血管导管减少不良反应的发生。 |
资源及参考资料
冯Jet al。(2015)。在有意识的大鼠模型中，颈动脉和颈静脉插管进行血流动力学测量、输注和采血。可视化实验杂志:朱庇特(95): 51881。doi: 10.3791/51881
古电脑et al。(2004)。一种自动血液采样器，用于同时采样全身血液和脑微透析，用于药物吸收、分布、代谢和消除研究。药理学与毒理学方法杂志S 49(1): 57-64。doi: 10.1016 / s1056 - 8719 (03) 00058 - 3
Bardelmeijer哈et al。(2003)。小鼠颈静脉插管:一种连续抽取血液样本的方法。实验动物37(3): 181 - 7。doi: 10.1258 / 002367703766453010
李志强，李志强(2003)。插管手术和约束应激对大鼠血浆皮质酮浓度的影响:应用改进的皮质酮高效液相色谱法。药学与药学杂志6(2): 246 - 51。PMID: 12935437
李国强(2002)。鼠类血管灌注生物技术研究方法。实验动物研究所杂志43(3): 175 - 82。doi: 10.1093 / ilar.43.3.175
贝林格D(2015)。带有自动血液采样器的挽具与按钮装置，AALAS第66次全国会议亚利桑那州凤凰城，11月1日至5日。
尾静脉(非手术)
技术
尾静脉取样适用于所有品系大鼠。经过适当的训练，这个过程是快速和简单的执行。然而，这种技术需要在采集样本前对大鼠进行加热，以便扩张血管。这可能会带来压力，并可能由于唾液分泌而导致脱水，此外还会增加代谢率，这可能会影响实验数据。因此，在可能的情况下，应考虑其他途径，如大隐静脉取样。查看下面的尾静脉采样技术。
通常使用侧尾静脉，根据大鼠的大小、采样频率和科学依据，每个样本可获得0.1 - 2ml的血液。尾巴可能需要用稀释的hibisrub(1%)清洗，以便看到血管。手指按压距尾尖5厘米处，可增强尾血管的可见性。
为避免尾巴擦伤和损伤，通常每节课和任何一个24小时内采集的血液样本不应超过8个。在必要且合理的情况下，应考虑使用临时插管或手术插管。抽血的次数应尽量减少(每次抽血不超过三针)，并在两次抽血之间给尾巴足够的时间恢复。尾巴的两侧应该交替使用，针刺向尾巴基部移动。
如果有必要给动物保暖，请使用变暖的内阁应使用(38oC长达10分钟)。应仔细监测大鼠，包括检查高热和脱水的迹象。应记录大鼠在暖箱内的时间，并定期对暖箱进行校准，避免大鼠体温过高;不应该依赖数字显示器。确保机柜内温度均匀、无“热点”是很重要的。或者，洗个温度不超过38华氏度的热水澡oC可以用来温暖老鼠的尾巴。浴液温度要监控，防止烫到尾巴。
侧尾静脉通常从尾尖开始沿着尾巴长度的大约三分之一进入，多次采样时向尾巴基部移动。血液样本只能从尾巴底部采集，如果其他地方没有静脉可见。从尾部近端提取第一个样本/秒可能导致血管周围血栓和炎症，显著减少流向血管远端部分的血液。
适当的无菌技术应该在整个过程中使用。未经训练的老鼠将需要克制这会导致压力;因此，克制的持续时间应尽量缩短。习惯的大鼠在人工约束下比在管中约束时压力小得多。
被训练进行尾静脉采血的老鼠经过训练和适应后，大鼠表现出冷静和合作，在过程中不需要约束。
用手指按压软组织可以阻止血流。在将动物放回笼子之前，应将一根手指放在抽血部位约30秒。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 每次会议和任何24小时内采集的血液样本不应超过8个，这取决于样品体积． |
| 样品体积 | 0.1 - 2毫升 |
| 设备 | 21g - 23g针或蝴蝶针或长矛 |
| 员工资源 | 如果使用管式限制器，则需要一个人采集血液样本。如果要对大鼠进行取样，则需要两个人。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 可以给大鼠加热以扩张血管。应注意避免高热和脱水。 |
资源及参考资料
李G和Goosens KA(2015)。大鼠尾侧静脉采血。可视化实验杂志:朱庇特99: e52766。doi: 10.3791/52766
william Diehl KHet al。(2001)。一个很好的实践指南的管理物质和血液的清除，包括路线和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
莫顿DBet al。(1993)。从实验室哺乳动物和鸟类中抽取血液。实验室动物27(1): 1-22。doi: 10.1258 / 00236779378108241
Fluttert米et al。(2000)．一种改进的大鼠尾切口连续采血方法。实验动物34(4): 372 - 8。doi: 10.1258 / 002367700780387714
李G和Goosens KA(2015)。大鼠尾侧静脉采血。可视化实验杂志:朱庇特(99): 52766。doi: 10.3791/52766
邹女士et al。(2017)。真空采血系统对未麻醉大鼠尾静脉反复采血。可视化实验杂志:朱庇特(130): 55852。doi: 10.3791/55852
颈静脉(非手术)
技术
从颈静脉取样可用于所有菌株，但需要高度的能力，以避免对大鼠造成伤害。例如，它的使用应限于需要在给药后立即采血的研究(例如吸入和输注研究)或需要在给药部位远端取样的研究(例如静脉注射研究)。不需要给老鼠加热。
一个人需要采集血液样本，另一个人需要约束和监控大鼠。如有必要，采血者可使用头盖帽控制头部。血液取自肩胛骨下方的一小块三角形皮肤。头部在头盖帽上倾斜成一个角度，这使得采样的位置突出。如果需要，可以通过修剪动物皮毛来改善采样区域的可视化。单人颈静脉取样也是可行的，尽管这需要很高的技术水平。
应该进行抽样无菌．每个样本可采集0.1 - 2ml(通常为0.1 - 0.3 ml)的血液，并根据情况而定样品体积还有科学依据，24小时内最多采集8个样本。每次尝试扎针的次数应限制在三次。如果需要更多的样本，则应考虑手术插管或临时插管不同的血管。
在将大鼠放回笼子前，应在采血部位轻轻按压30秒，使血流停止。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 24小时内采集的血液样本不应超过8个。 |
| 样品体积 | 0.1 - 2毫升(一般为0.1 - 0.3毫升) |
| 设备 | 23G(1英寸长)针 |
| 员工资源 | 两个人:一个人取血样，另一个人控制和监控大鼠。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 高度的能力是执行此技术所必需的。 |
资源及参考资料
实验动物福利培训交流(2007年)。有意识的大鼠颈静脉采血．
卢卡斯RLet al。(2004)。血液制品的收集和制备。小动物临床实践技术19(2): 55 - 62。doi: 10.1053 / j.ctsap.2004.01.007
Thrivikraman KVet al。(2002)。无意识大鼠颈静脉插管重复采血。大脑研究方案10(2): 84 - 94。doi: 10.1016 / s1385 - 299 x (02) 00185 - x
Goldkuhl Ret al。(2010)。颈静脉置管大鼠血浆皮质酮和丁丙诺啡浓度的研究。实验动物44(4): 337 - 43。doi: 10.1258 / la.2010.009115
隐静脉(非手术)
技术
从侧隐静脉取样是一个相对快速的方法，从所有菌株的大鼠获得血液样本。它不需要给老鼠取暖。
关于这种技术在老鼠身上的约束、剃毛和取样的幻灯片和视频可在挪威实验动物科学和替代品参考中心．
血液从外侧隐静脉收集，它在跗关节的背部和外侧流动。为了提高静脉的可视性，可以用电动剪刀刮除样本部位。剃须只需要在毛发再次生长时重复。
老鼠应该是克制手动或使用约束管。这可能会引起压力，因此约束的持续时间应该最小化。在使用约束管的地方，它应该与大鼠的大小相适合。所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素引起的压力或交叉感染。
为了收集血液，后腿应保持伸直姿势，在膝关节上方施加轻柔的向下压力。这样可以拉伸脚踝上的皮肤，更容易夹住和固定大隐静脉。请注意，不再推荐用手术刀刀片剃除毛发，因为它会去除皮肤的表皮层。无菌技术应该使用。麻醉不是必须的，但出于福利的考虑，可以用于难以饲养的动物。如果镇静剂含有外周血管扩张剂，剂量应低，以避免穿刺部位出血时间延长。抽血次数应尽量减少(每次抽血不超过三针)。血液通过毛细管作用收集到红细胞压积管或被动地收集到管中。
血液流动可以通过手指在穿刺部位轻轻按压，或简单地放松操作者对动物腿部的控制来停止。在血液流动停止之前，不应将动物放回笼子。
24小时内采集的血液样本不应超过4个。如果需要更多的样本，则应考虑手术插管或临时插管。对于多个样本，结痂或血凝块应被去除。
大鼠在大隐静脉取样后可表现出暂时的肢体偏爱。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 24小时内采集的血液样本不应超过4个 |
| 样品体积 | 单个样本最多可取0.2 ml，通常可每隔2周重复一次，不影响血液状态。或者，考虑到对的限制，可以提取多个较小的样品(例如每天0.02 ml)样品体积． |
| 设备 | 23克针或枪 |
| 员工资源 | 如果使用约束管，则只有一人。如果使用人工约束，则需要两个人:一个人处理大鼠，另一个人提取血液样本。 |
| 的不利影响 |
|
资源及参考资料
william Diehl KHet al。(2001)。一个很好的实践指南的管理物质和血液的清除，包括路线和体积。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
Van Herck Het al。(2001)。大鼠眶后丛、隐静脉和尾静脉的血液取样:对选定行为和血液变量的比较影响。实验动物35(2): 131 - 9。doi: 10.1258 / 0023677011911499
Luzzi米et al。(2005)。从啮齿类动物采集血液:由实验动物改良和浓缩论坛进行的讨论．动物科技及福利4(2): 99 - 102。
边一个et al。(1998)。大隐静脉穿刺用于小鼠、大鼠、仓鼠、沙鼠、豚鼠、雪貂和水貂的血液取样。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
临时插管(非手术)
技术
在短时间内(例如几个小时)需要重复采血时，应考虑临时置管侧尾静脉，以避免多次针入和对尾静脉的相关损伤。该技术可以与正常的尾静脉出血相结合，以容纳给定方案所需的所有血液样本，但减少了针的输入次数，并减少了大鼠必须在加热柜中度过的时间(因为通过临时套管采血可能不需要加热)。它适用于所有品系的大鼠，在研究期间可以将动物分组饲养。
在采集样本之前，尾巴出血通常需要对大鼠进行加热，以便扩张血管。这可能是有压力的，除了增加代谢率外，还可能导致唾液脱水，这可能会影响实验数据。长时间限制大鼠在限制管中也可能使其变热，这将对大鼠造成压力，并可能影响血液参数。查看下面的技术。
不需要手术。静脉导管是通过皮肤穿刺插入静脉并粘在一起的吗原位．放置后和样品之间使用肝素冲洗(0.1 ml)以防止凝血。在套管的外化端插入一个访问端口，以阻止血液流动，并将导管固定在适当的位置。
一个合适的无菌技术应在手术过程中使用。尾巴可能需要清洗，以便看到血管。
每个样品可取0.1 - 2.0 ml(一般为0.1 - 0.3 ml)样品体积并考虑到反复加热和约束的影响，两小时内不超过6个样本或24小时内不超过8个样本。
侧尾静脉通常从尾尖开始沿着尾巴长度的大约三分之一进入。不应尝试在尾部底部插管，因为这可能导致血管周围血栓和炎症，从而显著减少流向血管远端部分的血液。如果插管不成功，可采用直接静脉穿刺的方法。应尽量减少抽血次数(每次抽血不超过3针)。
一个变暖的内阁在插管前使用(39oC长达10分钟)。只要血液是“自由流动的”，在取样之前的后续加热可能不需要。如有必要，可根据需要对大鼠进行短时间的加热(最多5分钟)。应仔细监测大鼠，包括检查是否有高热和脱水的迹象。应记录大鼠在暖箱内的时间，并定期对暖箱进行校准，避免大鼠体温过高;不应该依赖数字显示器。确保机柜内温度均匀、无“热点”是很重要的。或者，洗个温度不超过39华氏度的热水澡oC可以用来温暖老鼠的尾巴。浴液温度要注意，否则会烫到尾巴。
老鼠需要克制这会引起压力，因此克制的时间应该尽量缩短。约束可以是手动或使用约束管。坊间证据表明，抱着老鼠比使用约束管压力小。在使用约束管时，约束管应与大鼠的大小相适应，以避免对尾巴、睾丸、四肢和背部造成损伤。所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素引起的压力或交叉感染。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 理想情况下，在2小时内采集不超过6个样本，或在24小时内采集8个样本，这取决于样本量和反复加热和约束的影响。 |
| 样品体积 | 0.1 - 2.0毫升(一般为0.1 - 0.3毫升) |
| 设备 | 22G 0.90毫米静脉导管 |
| 员工资源 | 如果使用管式限制器，则需要一个人采集血液样本。如果其中一人手动控制老鼠，则需要两个人。对于大批量的动物，需要两个人:一个人取血样，一个人操作加热柜。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 大鼠受热扩张血管，注意避免高温和脱水。动物暴露在温暖和约束下的时间应该保持在最低限度。 |
资源及参考资料
李G和Goosens KA(2015)。大鼠尾侧静脉采血。可视化实验杂志:朱庇特(99): 52766。doi: 10.3791/52766
李志强，李志强(2003)。插管手术和约束应激对大鼠血浆皮质酮浓度的影响:应用改进的皮质酮高效液相色谱法。药学与药学杂志6(2): 246 - 51。PMID: 12935437．
李国强(2002)。鼠类血管灌注生物技术研究方法。实验动物研究所杂志43(3): 175 - 82。doi: 10.1093 / ilar.43.3.175
Retro-orbital(终端)
技术
又称眶周、眶后及眶静脉窦出血。
血液从静脉窦中采集。老鼠是克制他的脖子被轻轻扭了一下，眼睛被弄得凸出来。将毛细管/移液管插入内侧、外侧或背侧。血液通过毛细管作用流入毛细管/移液管。所获得的样品是静脉血和组织液的混合物，不代表静脉血。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
样本数量 |
一个 |
样品体积 |
>3ml时作为终端程序执行 |
设备 |
玻璃毛细管或巴斯德移液管。 |
员工资源 |
一个人需要采集血样。 |
其他 |
手术应在最终麻醉下进行。 |
| 的不利影响 |
|
资源及参考资料
乔EJet al。(2021)。比较小鼠眶后神经丛和面部静脉采血以减轻动物伦理问题。实验动物研究37(1): 12。doi: 10.1186 / s42826 - 021 - 00090 - 4
Harikrishnan VSet al。(2018)。小鼠和大鼠各种采血方法的比较:对动物福利的影响。实验动物52(3): 253 - 64。doi: 10.1177 / 0023677217741332
夏尔马一个et al。(2014)。在大鼠中使用外侧入路进行改良的眶后出血技术的安全性、样本量和质量。实验室动物43(2): 63 - 6。doi: 10.1038 / laban.432
Luzzi米et al。(2005)。从啮齿类动物采集血液:由实验动物改良和浓缩论坛进行的讨论．动物科技及福利4(2): 99 - 102。
Van Herck Het al。(1992)。大鼠眶穿刺后眶区组织学改变。实验室动物26(1): 53-8。doi: 10.1258 / 002367792780809048
Van Herck Het al。(1998)。由不同动物技师进行的大鼠眶窦采血:技术和专业知识的影响。实验室动物32(4): 377 - 86。doi: 10.1258 / 002367798780599794
腹部/胸部血管(终端)
技术
适用于所有品系的大鼠，这是一种适合从安乐死大鼠或临终大鼠身上获得单一、大量、高质量血液样本的技术麻醉．根据大鼠的大小，可从肝门静脉中采集5-10毫升的样本量，或从其他腹部/胸部血管中采集10-15毫升的样本量。由于心脏没有被刺穿，这种技术可以用于避免心脏损伤的必要部位。
从腹主动脉、尾主动脉或背主动脉、腔静脉或肝门静脉采集血液，通过开腹手术或开胸手术进入。为了扩张血管，必须去除结缔组织并施加手指压力。抽血要缓慢，以防止血管破裂。深度手术麻醉是必要的。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 一个 |
| 样品体积 | 根据大鼠的大小，从肝门静脉注射最多10毫升，或从其他腹部/胸部血管注射15毫升。 |
| 设备 | 19 - 21g针 |
| 员工资源 | 需要一个人来取样。 |
资源及参考资料
Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
心脏穿刺(终末)
技术
心脏穿刺如果不需要凝血参数、单独的动脉或静脉样本或心脏组织学，从安乐死的大鼠或深度终末麻醉的大鼠身上获得单一、大量、高质量的样本是一种合适的技术吗?它适用于所有品系的大鼠。
根据大鼠的大小和心脏是否跳动，可以获得10 - 15毫升的血液样本。血液样本取自心脏，最好是心室，可以通过胸部左侧、横膈膜、胸骨顶部或开胸进入。抽血要缓慢，以防止心脏衰竭。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 一个 |
| 样品体积 | 最多15毫升 |
| 设备 | 19克- 21克针 |
| 员工资源 | 一个人需要采集血样。 |
资源及参考资料
Beeton Cet al。(2007)。大鼠经大隐静脉和心脏穿刺采血。可视化实验杂志:朱庇特(7): 266。doi: 10.3791/266
Parasuraman年代et al。(2010)。小型实验动物血液样本采集。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
附表1昏迷和斩首(终末)
技术
此外，ASPA将其使用限制在体重为1kg或更少的啮齿动物。使用这种技术的主要原因是获得大量未受麻醉药物或二氧化碳影响的血液。如有必要，可从躯干采集大量血液，但应注意有被其他体液和组织污染的风险。
为了被视为附表1的安乐死方法，被打晕的老鼠必须在斩首前被确定为死亡(例如，通过确认血液循环停止或放血-见修订的第1(4)节ASPA)．这种方法只能由对动物的种类和大小有此方法能力的人员进行。应在动物尸体上进行击晕和斩首训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 样本数量 | 一个 |
| 样品体积 | 最多10毫升 |
| 设备 | 适合斩首的利器(例如，断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 一个人需要采集血样。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识。 |
斩首(终端)
技术
在深度终末麻醉下，从动物被斩首的部位采集躯干血液。应该注意的是，有被其他体液和组织污染的风险。应在动物尸体上进行斩首训练。
总结
| 样本数量 | 一个 |
| 样品体积 | 最多10毫升 |
| 设备 | 适合斩首的利器(如断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 一个人需要采集血样。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识 |
