采血:一般原则

批准

• 采血程序应由机构伦理委员会(awerbiacuc或同等机构)批准，并在批准的研究方案中详细说明。
• 在英国，为科学目的采集血样被认为是一种科学程序。尽管抽血本身会对动物产生不良后果，但由取样方法(即针头插入皮肤)引起的疼痛被认为超过了工作需要由ASPA．
• 项目许可证应详细说明采血地点、数量和频率。从科学和动物福利的角度来看，这些都是合理的。
• 采集血液样本的人还需要个人执照。只有在申请个人牌照之前，才能观察和实践采血技术。一旦取得个人执照，血液采集只能在监督下进行，直到新的持牌人被认为对特定技术有能力为止。

培训和能力

• 处理和控制动物的能力是采血的必要先决条件。请参阅我们的专用资源处理和约束．
• 培训应由适当的、有能力的培训人员进行，以便传递最完善和最新的方法。
• 应该为每一种技术定义能力标准。例如，犬头静脉采血的能力包括:
  • 该技术的知识(例如，目的的适用性，合适的针头大小，允许的收集量，潜在的不良影响和如何应对，如何处理采集的血液样本)
  • 冷静地控制狗的能力
  • 适当准备取样地点的能力-包括以不伤害狗或损伤皮肤的方式进行脱毛和皮肤准备
  • 定位准确，血管扩张良好
  • 在不给狗造成痛苦的情况下插入针头
  • 在不造成瘀伤的情况下，以适当的速度和体积取出未溶血的血液样本
• 在尝试执行任何技术之前，培训师应该与学员讨论对特定技术能力的期望，以及如何评估这些技能。决定能力的因素包括对遵守规程、态度和同理心的评估，对健康和安全的考虑，以及血液样本采集所需的实际技能的能力。
• 要达到某一特定技术的能力水平所需要的训练和练习的数量因人而异，这取决于，例如，手的灵活性、先前的经验、态度和讲师的技能。再培训或额外的监督是必要的，如果一项技术没有进行常规操作，应鼓励个人在必要时寻求帮助。
• 没有经验的人应该首先检查动物尸体(安乐死的另一个目的)，以学习相关的解剖学，从而避免在试图定位血管时重复失败的条目。应该使用演示和教学视频，如在这个资源和上Norecopa网站．无生命的物体(如橘子)和模仿训练辅助/兽医模拟器(如CurVet^TM老鼠训练模拟器，Mimicky鼠标，犬头和前腿模型)，可以让你在对活体动物进行任何工作前，先熟悉如何操作和使用针头和注射器。观察有经验的人员也有助于学习这项技术。

• 程序/实践技能的直接观察(DOPS)是一个定义良好的机制，用来衡量个人在程序或实践任务中的能力。的拉萨计划网站含有多种哺乳动物血液采样的doops。

• 事先准备好有标签的收集管和处理样品所需的任何设备(如冰、管辊/搅拌机、离心机等)。这对于像药代动力学研究这样连续采集多个血液样本的程序尤其重要。
• 提前安排所需的运输/速递服务。
• 提前计划以确保有足够的人力资源协助取样程序。这一点尤其重要，例如，如果要使用人工约束而不是约束装置，或者如果要对大群动物进行采样。

• 花时间让动物适应处理和限制装置(如果使用)可以减少动物的压力。习惯良好的动物可以不受限制地取样。

真空采血管

• 为了防止注射器吸尘过多，可以考虑使用真空采血管，这种采血管在管内形成真空密封，以便于抽取预定量的血液。这降低了血肿形成的可能性，特别是在大型动物，如狗和灵长类动物。
• 使用真空容器的一个优点是血液不需要从注射器转移到收集管。此外，真空容器可能含有稳定和保存血液样本的添加剂。

变暖的盒子

• 对啮齿动物的血液取样可能需要在取样前将动物加热以扩张血管。
• 最佳做法是将体温控制在不超过体温的水平。应该使用计时器来确保动物被加热的时间不超过10分钟，在此期间，它们应该被持续观察，以防止体温过高(通过呼吸加快、喘气或流涎表示)。
• 保温箱不应使用热灯等辐射源，而且由于体温过高的风险，不建议在较短时间内温度高于体热。加热箱应定期校准。
• 禁止在怀孕动物或有重大不利影响的情况下(例如，动物已经达到或接近研究的人道终点)使用升温方法。
• 一些实验室对尾部进行局部加热(例如使用加热垫或温水浴)，以避免对整个动物进行加热(这可能会造成更大的压力)。

克制管

• 使用防鼠管的地方，应与动物的大小相适应，以避免对尾巴、睾丸和四肢造成损伤。重要的是它不能太大或太小，因为它们都可能导致受伤。
• 所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素诱导的压力或交叉感染。

• 应修剪样本采集点周围的头发，并用水基氯己定溶液(或类似溶液)对皮肤进行无菌处理。不建议用手术刀剃须，因为它会去除皮肤的表皮层。
• 无毒脱毛膏(Nair^®, Veet^®等)可以考虑用于难以使用剪刀的区域。此类制剂的应用应按照制造商的指示，在指定的时间内在脱毛区域上放置一层。应该小心确保动物不会把奶油舔掉。用沾水的纱布或布擦拭该区域，去除脱毛和毛发。重要的是，要去除所有脱毛膏的痕迹，以避免过度接触活性化学剂可能造成的刺激。
• 针头应该始终是一次性的，以避免它们受到污染针的重复使用)．钝的和用过的针应直接放入利器容器中处理。

处理和约束

• 请参阅我们的专用资源处理和约束．
• 坚定的，同理心的处理是非常重要的，因为这是提取血液样本所需的时间。这两个参数都可以影响动物的应激程度，从而影响样本和研究数据的质量。
• 动物应由有经验的人控制(最好是动物熟悉的人，特别是大型实验室动物物种)。正确的约束水平是在第一次尝试时能够获得满意的样本，但不会导致动物变得不必要的痛苦。
• 可以使用无生命的抑制器，尽管这些可能并不总是对个别动物最好的方法。手动约束有助于更有效地识别遇险，并允许根据动物的需求修改约束。此外，如果有精细的技巧，例如，正强化训练或微量试样使用。
• 如果采样太快，静脉就会塌陷，所以要小心确保以适当的速度抽血。
• 根据物种的不同，应该考虑在每次流血后提供奖励。

针的大小

• 应使用无菌针头(或柳叶刀)穿刺皮肤和皮下血管。
• 针的尺寸(长度和孔)非常重要。
• 建议使用直径足够大的针头，在避免血肿的约束下(即针头直径应小于血管直径)，以确保快速抽血而不使静脉塌陷。
• 由于浅表血管靠近皮肤表面，用于从这些静脉取样的针头应保持在最小长度。这将确保在插入过程中针的最佳控制，减少对动物的伤害风险。
• 在这几页中，针对具体技术给出了适当的针的尺寸建议。啮齿类动物和狗的最大剂量分别为25G和21G。

静脉的位置和位置

• 选择一个适合的场地，一个对动物造成最小压力的场地。例如，如果在静脉注射后进行血液采样，那么要考虑是否可以从另一条静脉进行采样。
• 请注意，从不同地点采集的样本可能有生化/血液学值的差异因此，如果在整个研究过程中采集样本(例如总是从尾静脉)，应该使用相同的容器。如果需要重复采样，选择一种可以在采样点之间交替采样的血管是很重要的，以避免擦伤等。
• 时间要花在准确定位上，必要时在穿刺血管前用压力手动扩张静脉。
• 通过静脉穿刺采集血液样本的次数建议不超过三次。如果采集血液的尝试不成功，应将动物留作恢复，稍后再进行采样，最好由另一个人进行。

静脉扩张

• 在有意识的啮齿动物中，如果按照最佳做法(如上)先对动物(或动物的一部分，如尾巴)进行加热，则更容易获得血液。
• 在麻醉的动物中，血管会因麻醉而扩张。因此，被麻醉的动物可能不需要加热，所以当动物被麻醉用于其他目的时，应考虑到出血。
• 静脉穿刺通常不需要麻醉，因为相关的压力可能比针刺或用长矛穿刺的不适更大。
• 局部局部麻醉(如EMLA、LMX)的使用可有效防止静脉穿刺时的不适和疼痛。然而，这些化合物需要15-30分钟的接触时间才能完全发挥作用。为了防止动物在涂抹药膏后将其舔掉，可以用封闭敷料覆盖该区域(尽管在小型啮齿动物中，这可能会带来实际困难)。
• 应采取兽医建议的最适当的麻醉。某些麻醉剂或麻醉剂混合物的成分(如美托咪定或xylazine)会引起血管收缩，因此应避免使用。

潜在的不利影响

取样技术不佳可能导致的潜在问题包括压力、出血、擦伤、血栓形成、针入处感染、静脉炎、瘢痕和神经损伤。有关不良反应的治疗建议应向指定兽医咨询。

• 除非动物有凝血缺陷，否则由止血不良引起的出血并不是一个常见的问题。在某些情况下，只需持续施加几分钟的温和压力就能止血。动脉取样后，可能需要更长时间的压缩穿刺部位以止血。
• “瘀伤”是由于静脉穿刺时皮下出血，或在动物被放在笼子或围栏后，当该部位可能由动物自己通过舔或摩擦加剧。应在大约30分钟后对动物进行检查，如有必要，应采取适当的措施(如咨询指定兽医)。
• 血栓形成(凝血)和静脉炎(静脉炎症)通常是由于没有采用无菌技术引起的。有时它们会导致自残。

从动脉采集血液的主要原因是可以快速、相对容易地获得大样本。上述静脉穿刺的许多原则也适用于动脉穿刺。

导管(也称为插管)是一项重要的抽血技术，因为它减少了多次采样的压力，例如，反复约束和针棒。

• 当需要重复采样时，尤其是在相对较短的时间内，应考虑插管。
• 在某些物种中，可能需要以某种方式约束动物，以阻止它拔下导管。例如，老鼠经常被挽具、旋转和系绳系统限制，这限制了正常的运动。在置管前，动物应适应任何约束系统。
• 被栓住的动物通常是单独饲养的，因此增加了饲养过程的压力和严重性。当与群居动物打交道时，应尽一切努力使它们留在社会群体中。经过导管处理的猪、猫和狨猴可以通过适当的绷带和导管保护成功地群居。
• 置管有可能对动物造成不适，因此需要在术后给予镇痛药，并在插管期间进行仔细的术后护理和监测。
• 可通过使用无菌设备和溶液以及采用无菌技术来避免导管相关感染。
• 在选择动物进行导尿时，应对其健康状况和行为性情进行评估。这将有助于确保动物能够应付所需的额外处理、导管维护和给药程序。

请参阅我们的专用资源血管导管．

• 心脏穿刺只能在深度终末麻醉或安乐死的动物身上进行。
• 动物在终末麻醉下使用这种方法放血是常见的。如果该程序是终末的，则应通过《ASPA》附表1详细说明的适当杀死方法确保放血后死亡。

取血量和取样频率应根据科学程序的目的和动物的总血量而定。必须考虑采样体积和采样频率的综合影响。如果过多的血液过快流出，或太频繁而没有替代，动物可能会进入短期低血容量性休克和/或长期贫血(见下文)。如果使用过多的抽样，数据解释和科学有效性可能会混淆。

• 作为一般原则，样本量和样本数应保持在最低限度。
• 作为一般指南，在营养充足的情况下，一次可从正常、健康的动物体内摄取多达总血容量(TBV)的10%，且不良反应最小;该卷可在三至四周后重复。如果反复抽血(例如每周抽血)，建议的限度通常为28天内总胆管容积15%。对于间隔较短(如几天)的重复出血，建议每24小时的TBV最大值为1.0%(也请参阅我们的资源微量试样)．应力的影响，选择的地点和麻醉剂的使用，应该考虑在内。
• 如果需要频繁取样，应考虑使用导管作为压力较小的替代重复静脉穿刺。

一般情况下，总血容量一般可估计为55 - 70毫升/公斤体重。然而，在这些计算中应该小心，因为在肥胖和年老的动物中，总血液的百分比将较低(-15%)。

以下是实验室动物、家养动物和非人灵长类动物的总血量和安全血液样本量的综合表(改编自Wolfensohn S and Lloyd M 2003年[1):

单个物种的血量估计可能不能反映单个品种之间的差异或由于年龄、体型或疾病而产生的差异
*单次出血占总血容量的10%
#多品种变异
一个小猎犬
b成人体重450-600 kg

的EFPIA/ECVAM物质管理和血液清除良好实践指南还包含某一特定体重物种的推荐平均总血容量和最大血样容量。

我们有决策树鼠标而且老鼠，它可以帮助你确定可以从这些物种中抽取的血液量，并根据这个量，使用最合适的技术。

必须能够识别休克和贫血的临床症状，并能够采取适当的行动。

• 低血容量性休克的症状包括脉搏快而微弱、粘膜苍白干燥、皮肤和四肢寒冷、烦躁不安、换气过度和体温低于正常。如果发生休克，应立即咨询指定的兽医。如果切除的血容量超过总血容量的10%，则常规进行等量温(30-39^oC)正常缓冲生理盐水构成良好的动物护理。
• 贫血的症状包括结膜或口腔内黏膜苍白，舌头、牙龈、耳朵或脚垫苍白(无色素动物)，运动不耐受，更极端的是，休息时呼吸频率增加。如果涉及到贫血的发展，则应在整个出血过程中监测细胞体积、血红蛋白水平、红细胞和网织红细胞计数，并以每只动物的第一个样本的结果作为动物的基线。