血液采样:鼠标
取样小鼠血液的方法，包括非手术、手术和终末技术。
在这一页上
一般原则
决策树
取血量和取样频率应根据科学程序的目的和动物的总血量而定。作为一般原则，样本量和采样频率应保持在最低限度。文中给出了进一步的建议一般原则．
一只老鼠有多少血?
平均而言，老鼠每千克体重约有58.5毫升血液。
因此，体重为25克的小鼠的总血容量(TBV)约为58.5 ml/kg x 0.025 kg = 1.46 ml。
如何确定最适合小鼠的采血技术?
下面两张表的目的是帮助确定从动物身上采集的血样的数量，并根据这个数量，使用最合适的技术。
1.你需要从同一只老鼠身上取多个血液样本吗?
是的 |
没有 |
|---|---|
在任何单一情况下，最大TBV <10% (= 0.14 ml)和28天内TBV <15% (= 0.21 ml) |
最大TBV <10% (= 0.14 ml) |
对于短时间间隔重复出血，建议24小时内限制<1% TBV (= 0.01 ml)(微量样品)和考虑管子 |
全麻下OR末端标本(体积不受限制) |
2.你需要多少血?
总量<0.20 ml |
总量<0.20 ml |
总>0.20 ml |
|---|---|---|
需要全身麻醉 |
不需要全身麻醉 |
需要全身麻醉;非复苏 |
血管管子 尾巴剪* |
隐静脉 下颌静脉* * 舌下静脉* * * 尾静脉 |
心脏穿刺 腹/胸血管 Retro-orbital # 斩首# |
*不建议使用更精细的取样方法。再加上动脉/静脉混合样本。
**未广泛使用[1］
***未广泛使用[2］
血液可能与组织液混合。
微量试样
生物分析技术的进步为使用更小的样品量(≤50 μ l的微量样品)评估血液、血浆和/或血清中的药物和化学暴露开辟了潜力。
关于微采样的信息(例如研究设计，采样协议，视频)可以在我们的专用网站上找到微量试样资源．对尾静脉的取样技术如下所述。
资源和引用
Golde WTet al。(2005)。一种使用柳叶刀快速、简单、人道的方法治疗小鼠下颌下出血。实验室动物34(9): 39-43。doi: 10.1038 / laban1005-39
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william Diehl KHet al。(2001)。药物管理和血液清除的良好实践指南，包括路线和量。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
Teilmann交流et al。(2014)。球后窦穿刺和面静脉抽血对实验小鼠的生理和病理影响。《公共科学图书馆•综合》9 (11): e113225。doi: 10.1371 / journal.pone.0113225
迈耶Net al。(2020)。三种常用的采血技术对实验小鼠福利的影响:从动物的角度。《公共科学图书馆•综合》15 (9): e0238895。doi: 10.1371 / journal.pone.0238895
血管插管(外科)
技术
血管管子当需要重复取样时应考虑，因为它避免了在任何一个位点多次针入。适用于所有品系小鼠，可用于颈动脉、腔静脉和股静脉采血。手术是必要和适当的麻醉、镇痛和无菌技术应该用来减少造成的疼痛。在取血样之前，应允许小鼠恢复其术前体重。
对于恢复工作，可以通过护套和栓系系统将套管从颈后伸出。这种夹克衫会导致皮肤肿胀和擦伤，老鼠需要定期和详细的观察来发现任何问题。使用皮下接入端口可能比外化更合适，因为这样可以消除栓系的需要，从而允许集体住房。对于晚期手术，插管不外露。
注射过疫苗的小鼠通常单独饲养。笼子、垫层和环境富集需要适当的，以防止系绳缠绕和伤口污染。此外，垫层需要无砂。
使用的套管较小，可以促进血液凝结(但较大的套管会擦伤血管壁)。为了防止这种情况，套管需要定期维护(如用抗凝剂冲洗)。
使用套管可以抽取0.01 - 0.02毫升的血液，具体取决于样品体积科学论证最多可在24小时内采集6个样本，最多占总血容量的1%。应采用无菌工艺。采血后应使用含抗凝剂的无菌生理盐水冲洗套管，防止堵塞。然后将一根针插入套管的外露端以阻止血液流动。在采集了一系列样本后，可以使用无菌锁定溶液来锁定套管，这样可以在数天内避免冲洗。
每天应检查以下事项
- 应检查与夹克接触的皮肤是否有磨损。
- 应该检查夹克的松紧程度。
- 应检查伤口部位是否有感染/挫伤/肿胀/出血。
- 应检查插管是否通畅(无堵塞)。
- 鼠标的重量(记住重量也包括设备的重量)。
上述任何变化都可能需要兽医咨询或治疗，或表明已达到人道终点，应采取适当行动。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 根据样本量的不同，建议在24小时内最多可采集6个样本。 |
| 样品体积 | 0.01 - 0.02 ml |
| 设备 | 25克插管 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。需要更多的工作人员进行手术、对个别动物进行必要的术后护理以及术后的日常动物观察。 |
| 不良反应和发生率 |
一定要使用我们的建议血管导管减少不良反应的发生率。 |
| 进一步的考虑 | 在开始采血之前，老鼠应该恢复到手术前的体重。 |
资源和引用
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尾巴剪断(非手术)
技术
剪断尾巴是一种粗糙的取样方法，应避免使用，因为这涉及到使用手术刀从尾巴尖端去除软组织，导致尾巴永久性损伤和老鼠疼痛。该技术的另一个限制包括污染，因为样本既包含组织液又包含血液。
尾静脉(非手术)
技术
尾静脉取样适用于尾静脉切开(用针或枪)取少量血液(小于0.2 ml)。它适用于所有品系，但在黑色或有色素的小鼠中比较困难，因为它们的血管很难通过皮肤观察。对于有能力的人，这是快速和简单的执行。查看下面老鼠尾静脉采样技术的视频(有约束和无约束)。
这项技术可能需要动物被加热，以便在取样前扩张血管。这可能会带来压力，并导致唾液分泌导致脱水，此外，代谢率会增加，根据观察到的参数，这可能会影响实验数据。因此，应考虑其他途径，如隐静脉取样。如果有必要给动物保温，应使用保温柜(不超过体温10分钟)最佳实践．雄性老鼠可能需要单独取暖以避免打架。
通常使用尾侧静脉，≤50µl (微量试样)每只样本可抽取0.2毫升血液，量视乎动物的体型及健康状况而定。尾部应用抗菌溶液(如稀释的氯己定)清洗，以消毒该区域并查看血管。这对黑色和有色素的老鼠特别有用。照明设备如有必要，可用于改善尾静脉显像。
为避免擦伤和损伤尾巴，一般情况下，在一个24小时内不应采集超过2个血液样本。应尽量减少尝试采集血液样本的次数(每次尝试不超过三针)，并应在两次采样之间给尾部足够的时间恢复。应交替使用尾巴的两侧，并连续穿刺向尾部底部移动。如果有必要且有理由采集4个以上的样本，应考虑使用临时或外科插管方法。如果一天内需要多个微量样品(例如进行葡萄糖耐量试验时)，可以轻轻地浸泡并去除结痂或血栓。
通过适当的训练适应和训练，克制可能是不必要的。动物应该在哪里克制这可能会造成压力，因此克制的时间应该最小化。
侧尾脉通常从尾尖沿尾长约三分之一接近，并向尾基部移动，以获取多个样本。无菌技术应该使用。
用手指按压软组织，停止血流。在将动物放回笼中之前，应将一根手指放在采血点大约30秒，并监测动物的不良反应。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 每次或24小时内可采集一或两份血样，具体情况视乎样品体积． 如果需要在短时间内采集更多的微生物样本，应训练动物不受约束地进行合作，轻轻浸泡并去除痂。 |
| 样品体积 | ≤50 μ l ~ 0.2 ml |
| 设备 | 25克针或兰斯 |
| 员工资源 | 如果使用约束管，则需要一人采集血液样本。对于大群的动物，需要更多的工作人员。习惯良好的动物的样本不需要限制。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 老鼠可能温暖扩张血管。应注意避免高温和脱水。 |
资源和引用
- william Diehl KHet al。(2001)。药物管理和血液清除的良好实践指南，包括路线和量。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
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- 边一个et al。(1998)。小鼠，大鼠，仓鼠，沙鼠，豚鼠，雪貂和水貂的大隐静脉穿刺采血。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
- Sadler MA和Bailey SJ(2017)。从幼鼠和成年鼠重复提取血液样本的精制技术的验证。实验动物47(4): 316 - 9。doi: 10.1177 / 0023677213494366
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- 迈耶Net al。(2020)。三种常用的采血技术对实验小鼠福利的影响:从动物的角度。《公共科学图书馆•综合》15 (9): e0238895。doi: 10.1371 / journal.pone.0238895
隐静脉(非手术)
技术
从侧隐静脉取样是一种相对快速的方法来获得所有品系小鼠的血液样本。它不需要为采集样本而加热动物。
关于这种技术的约束和采样的幻灯片和视频可以在Norecopa的网站。
血液从外侧隐静脉收集，该静脉向背侧流过，然后向外侧流过跗骨关节。
有意识的老鼠应该克制要么手动，要么用约束管。这可能会造成压力，因此克制的时间应该最小化。在使用约束管的地方，它应该与鼠标的大小相适应。所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素诱导的压力或交叉感染。
未训练(上)和训练(下)小鼠的大隐静脉出血。这只未经训练的老鼠很激动，甩着一条僵硬的尾巴，挣扎着想要逃走;它的耳朵向后翻，眼睛半闭着;由于血液流动被“关闭”，处理人员很难找到血管。相比之下，受过训练的老鼠很平静，尾巴放松，眼睛睁开;老鼠的颜色正常，技术人员很容易找到血管并填满毛细血管。
为了采血，应在膝关节正上方施加轻柔的向下压力，使后腿保持伸展姿势。这使皮肤延伸到脚踝，使它更容易夹住和固定隐静脉。请注意，不建议用手术刀刮除毛发，因为它会去除皮肤的表皮层。无菌技术应该使用。麻醉不是必需的，但可以用于难以饲养的动物的福利理由。如果镇静剂中含有末梢血管扩张剂，剂量应低，以避免穿刺部位长时间出血。尝试采集血液样本的次数应该尽量减少(每次不超过三针)。血液通过毛细血管作用收集到红细胞压积管中或被动地收集到管中。
血液流动可以通过轻柔的手指按压穿刺部位，或简单地放松操作者对动物腿的抓握来停止。在血流停止之前，不应该把动物放回笼子里。
24小时内采集的血液样本不应超过4份。如果需要更多的样本，那么是暂时的或手术的管子应该考虑。对于多个样本，结痂或血块被清除。
从隐静脉取样后，小鼠可能会暂时偏爱对肢。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 24小时内采集的血液样本不应超过4份。 |
| 样品体积 | 高达0.2毫升的单个样本，通常可以重复在2周的间隔，不干扰血液学状态。或者，多个较小的样品(例如每天0.01 ml)，考虑到对样品体积． |
| 设备 | 27 g或25克针或兰斯 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
| 的不利影响 |
|
资源和引用
- 边一个et al。(1998)。小鼠，大鼠，仓鼠，沙鼠，豚鼠，雪貂和水貂的大隐静脉穿刺采血。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
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- Abatan OIet al。(2008)。小鼠隐静脉穿刺和改良尾夹采血方法的评价。美国实验动物科学协会杂志47(3):地位。PMID: 18459706
Retro-orbital(终端)
技术
又称眶周、眶后及眶静脉窦出血。
血液从静脉窦收集。鼠标克制脖子被轻轻磨平，眼睛鼓了起来。在内侧、外侧或背侧插入毛细管/移液管。血液通过毛细作用流入毛细管/移液管。获得的样本是静脉血和组织液的混合物，不能代表静脉血。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
数量的样品 |
一个 |
样品体积 |
高达0.5 ml |
设备 |
玻璃毛细管或巴斯德移液管。 |
员工资源 |
需要一个人采集血液样本。 |
其他 |
手术应在终末麻醉下进行。 |
的不利影响 |
|
资源和引用
- 乔EJet al。(2021)。比较小鼠眶后丛和面静脉采血缓解动物伦理问题。实验动物研究37(1): 12。doi: 10.1186 / s42826 - 021 - 00090 - 4
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- 霍夫J(2000)。小鼠采血方法．实验室动物29日(10):47-53。
腹/胸血管(末端)
技术
适用于所有小鼠品系，这是一种从安乐死小鼠或处于晚期的小鼠获得单一、大、高质量血液样本的合适技术麻醉．根据小鼠的大小，可以收集0.4 -1.0 ml的样本量。由于心脏没有被刺穿，这种技术可以在必要时使用，以避免心脏损伤。
血液从大鼠的腹腔腔静脉、腹主动脉或主动脉弓采集，可以通过开腹或开胸进入。去除结缔组织和应用手指压扩张血管是必要的。血液应该慢慢抽出，以防止血管衰竭。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 25克针 |
| 员工资源 | 需要一个人来取样。 |
资源和引用
- Hedrich H(2012)。实验室的老鼠．2nd版。学术出版社
- Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。doi:10.4103 / 0976 - 500 x.72350
- 莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
心脏穿刺(终端)
技术
心脏穿刺如果不需要凝血参数、单独的动脉或静脉样本或心脏组织学，是一种从安乐死小鼠或深终麻醉下获得单一、大、高质量样本的合适技术。它适用于所有种类的小鼠。
根据小鼠的大小和心脏是否跳动，可以获得0.1 - 1ml的血液。血液样本取自心脏，最好是心室，可以通过左侧胸部、横膈膜、胸骨顶部或胸廓切开术进入心室。血液应该慢慢抽出，以防止心脏衰竭。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 23 g - 25克针 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
资源和引用
- Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。doi:10.4103 / 0976 - 500 x.72350
- 霍夫J(2000)。小鼠采血方法．实验室动物29日(10):47-53。
- 莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
附表1击晕及斩首(终点站)
技术
使用这种技术的主要原因是获取大量没有被麻醉药物或二氧化碳影响的血液。如有必要，可从躯干采集大量血液，但应注意有被其他体液和组织污染的风险。
如要被视为附表1的安乐死方法，必须先确定被击昏的老鼠已死亡，然后才将其斩首(例如确认停止血液循环或放血)-见修订后第1(4)条ASPA)．这种方法只能由对动物种类和大小有能力的人进行。应对死去的动物进行击昏和斩首的训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(如断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识。 |
斩首(终端)
技术
这种技术只应在罕见的情况下使用，并有特殊的科学依据。因此，在英国，这项技术不是一种附表1的安乐死方法个人及工程牌照管理局是必需的。
躯干血从动物被斩首的地方采集，在深度麻醉的情况下。应该注意的是，有被其他体液和组织污染的风险。应在死去的动物身上进行斩首训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多1毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(如断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识。 |
