血液采样:老鼠
取样大鼠血液的方法，包括非手术、手术和终末技术。
在这一页上
一般原则
决策树
取血量和取样频率应根据科学程序的目的和动物的总血量而定。作为一般原则，样本量和样本数应保持在最低限度。文中给出了进一步的建议一般原则．
老鼠有多少血?
平均而言，每公斤体重的老鼠大约有64毫升血液。
因此，体重400克的大鼠的总血容量(TBV)约为64毫升/公斤× 0.4公斤= 25.6毫升。
如何确定最适合大鼠的采血技术?
下面两张表的目的是帮助确定从动物身上采集的血样的数量，并根据这个数量，使用最合适的技术。
1.你需要同一只老鼠的不止一份血液样本吗?
是的 |
没有 |
|---|---|
在任何单一情况下，最大TBV <10% (= 2.56 ml)和28天内TBV <15% (= 3.84 ml) |
最大TBV <10% (= 2.56 ml) |
| 对于短时间间隔重复出血，建议24小时内限制<1% TBV (= 0.25 ml)和考虑catheterisation | 全麻下OR末端标本(体积不受限制) |
2.你需要多少血?
总含量<3.0 ml |
总含量<3.0 ml |
总>3.0 ml |
|---|---|---|
需要全身麻醉 |
不使用全身麻醉 |
需要全身麻醉;非复苏 |
血管catheterisation |
隐静脉 尾静脉/临时插管 颈静脉 舌下静脉* |
心脏穿刺 腹/胸血管 Retro-orbital * * 斩首* * |
*未广泛使用[1］
血液可与组织液混合
微量试样
生物分析技术的进步为使用更小的样品量(≤50 μ l的微量样品)评估血液、血浆和/或血清中的药物和化学暴露开辟了潜力。
关于微采样的信息(例如研究设计，采样协议，视频)可以在我们的专用网站上找到微量试样资源．对尾静脉的取样技术如下所述。
资源和引用
西瓦et al。(1998)。大鼠舌下静脉采血的改良。实验动物32 (4): 369 - 76．doi: 10.1258 / 002367798780599910
william Diehl KHet al。(2001)。药物管理和血液清除的良好实践指南，包括路线和量。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
Powles-Glove Net al。(2014)。载药大鼠血液显微取样毒理学效应评价。监管毒理学和药理学68(3): 325 - 31所示。doi: 10.1016 / j.yrtph.2014.01.001
血管导管(外科)
技术
血管catheterisation当需要重复取样时应考虑，因为它避免了在任何一个位点多次针入。适用于各品系大鼠，可用于股动静脉、颈动脉、颈静脉、腔静脉和背主动脉采血。需要手术，使用无菌技术预防术后感染，并适当麻醉镇痛以减少疼痛。在取血样之前，应让大鼠恢复术前体重。
导管通过手术植入并连接到经皮皮肤按钮，该按钮固定在肩胛骨背侧中线区域。使用经皮皮肤纽扣比夹克或挽具更可取，因为它已被证明有较低的不良反应发生率。带隔膜的经皮皮肤按钮是封闭的系统，消除了需要保持动物在动物没有被取样期间系住。
已植入导管和经皮皮肤按钮的动物可在手术后立即集体安置(使用保护帽)。此外，皮肤按钮对动物的运动没有影响。因为经皮皮肤按钮是一个封闭的系统，笼子，床上用品和环境富集不需要修改，因为担心污染。应该始终使用适当的方式访问皮肤按钮无菌技术防止导管污染。
相比之下，护套和系绳系统会限制老鼠的自由活动，术后可能需要单独安置，这将进一步对它们的健康产生负面影响。笼子、垫层和环境富集需要适当的，以防止系绳缠绕和伤口污染。此外，垫层需要无砂。
导管的选择取决于要插管的血管，以及预期的通畅时间。例如，对于较长期的开放，一个圆头聚氨酯导管将是一个理想的选择。对于短期研究，方头聚氨酯导管是可以接受的。应考虑导管的材料和蒸发的可能性。
对植入导管和经皮按钮的动物应进行常规冲洗和导管维护(每周不超过1次)。如有可能，注入导管的溶液应始终是无菌和药品级的。
小导管会增加血液凝结的风险(大导管会擦伤血管壁)。为了防止这种情况，导管需要定期维护(例如，用适当的冲洗液定期冲洗。看到我们的防止血栓形成页面获取更多信息)。
应采集血液无菌．通常，每个样品可以取0.1 - 0.2毫升。根据样品体积为了科学目的，在两个小时内最多可采集6个样本或在24小时内最多可采集20个样本。采血后应将含抗凝剂的无菌生理盐水冲洗入导管，防止血液凝固。无菌技术更容易遵循使用经皮皮肤按钮隔;用开放的系统和别针保持无菌需要仔细的努力，污染的风险更高。
医药级无菌锁定的解决方案在采集了一系列样品后，应用于锁定导管，使其在数天内避免冲洗。
对于所有植入皮下皮肤按钮和导管的动物，每天应检查以下内容:
- 动物行为举止(明亮，警觉，反应灵敏)。
- 水化状态。
- 食品消费。
- 正常的尿液和粪便输出。
- 切口愈合良好，无肿胀、炎症、感染或皮肤擦伤的迹象。
*经皮皮肤按钮不需要每天进行通畅检查。
**动物体重可以根据设施协议进行监测，但体重减轻不是该程序的标准观察。
上述任何变化都可能需要兽医咨询或治疗，或表明已达到人道终点，应采取适当行动。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 建议在两个小时内采集6个样本，或在24小时内采集20个样本，具体取决于样本量。 |
| 样品体积 | 0.1 - 0.2 ml |
| 设备 |
|
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。但是，需要进一步的工作人员资源来进行手术、对单个动物进行必要的术后护理以及术后的日常观察。 |
| 的不利影响 |
一定要使用我们的建议血管导管减少不良反应的发生率。 |
资源和引用
冯Jet al。(2015)。颈动脉和颈静脉置管在清醒大鼠模型中进行血流动力学测量、输液和采血。可视化实验杂志:JoVE(95): 51881。doi: 10.3791/51881
古电脑et al。(2004)。一种自动血液采样器，可同时采样全身血液和脑微透析液，用于药物吸收、分布、代谢和消除研究。药理学与毒理学方法杂志49(1): 57 - 64。doi: 10.1016 / s1056 - 8719 (03) 00058 - 3
Bardelmeijer哈et al。(2003)。小鼠颈静脉插管:连续提取血液样本的方法。实验动物37(3): 181 - 7。doi: 10.1258 / 002367703766453010
Ling S和Jamali F(2003)。插管手术和抑制应激对大鼠血浆皮质酮浓度的影响:改进的皮质酮高效液相色谱法的应用。药学与药学科学杂志6(2): 246 - 51。PMID: 12935437
Nolan TE和Klein HJ(2002)。方法用鼠类进行血管灌注生物技术的研究。实验动物研究所杂志43(3): 175 - 82。doi: 10.1093 / ilar.43.3.175
贝林格D(2015)。带自动血液采样器的挽具与按钮装置．海报展示，第66届AALAS全国会议，菲尼克斯，AZ, 11月1-5日．
Hagstedt T(2019)。无拘束清醒大鼠慢性血管置管的改善。阿斯利康全球3Rs奖活动海报展示。
尾静脉(非手术)
技术
尾静脉取样适用于各品系大鼠。经过适当的训练，这个过程是快速和简单的执行。然而，这项技术需要在取样前将大鼠加热以扩张血管。这可能会使人感到压力，并会由于流涎而导致脱水，此外还会增加代谢率，这可能会影响实验数据。因此，在可能的情况下，应考虑其他途径，如隐静脉取样。查看下面的尾静脉取样技术。
通常使用侧尾静脉，根据大鼠的大小、采样频率和科学依据，每个样本可获得0.1 - 2ml的血液。尾部可能需要用稀释的Hibiscrub(1%)清洗以查看血管。手指按压距尾尖5cm处可增强尾血管的可见性。
为避免擦伤和损伤尾巴，正常情况下，每次和每24小时内不应采集超过8个血液样本。在必要和合理的情况下，应考虑使用临时插管或外科导管。应尽量减少尝试采集血液样本的次数(每次尝试不超过三针)，并应在两次采样之间给尾部足够的时间恢复。尾巴的两侧应该交替使用，针孔向尾部底部移动。
如果有必要给动物保暖，可以先做一个变暖的内阁应该使用(38oC长达10分钟)。应仔细监测大鼠，包括检查体温升高和脱水的迹象。记录鼠在暖柜的时间，定期校准暖柜，避免体温过高;不应该依赖数字显示器。确保机柜内温度均匀，无“热点”。或者，温水浴，最大38度oC只能用来温暖老鼠的尾巴。应监测浴槽的温度，以防止尾部被烫伤。
侧尾脉通常从尾尖沿尾长约三分之一接近，并向尾基部移动，以获取多个样本。血液样本应只从尾部底部取，如果其他地方看不到静脉。从尾部近端取第一个样本可能会导致血管周围血栓和炎症，从而显著减少流向血管远端部分的血液。
适当的无菌技术应该在整个过程中使用。未经训练的老鼠需要这样做克制这会导致压力;因此，克制的时间应该尽量缩短。习惯了的老鼠受到的压力比在管子里受到的压力小得多。
经过训练采集尾静脉血液的老鼠。经过训练和适应后，老鼠表现出冷静和合作，在过程中不需要克制。
用手指按压软组织，停止血流。在将动物放回笼子之前，应将一根手指放在采血点大约30秒。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 每次和24小时内采集的血液样本不应超过8个，具体情况视情况而定样品体积． |
| 样品体积 | 0.1 - 2ml |
| 设备 | 21 g - 23 g针或蝴蝶针或长矛 |
| 员工资源 | 如果使用了管束器，则需要一个人采集血液样本。如果要扣留老鼠进行取样，则需要两名工作人员。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 对大鼠进行加热可以扩张血管。应注意避免高温和脱水。 |
资源和引用
Lee G和Goosens KA(2015)。从大鼠侧尾静脉采血。可视化实验杂志:JoVE99: e52766。doi: 10.3791/52766
william Diehl KHet al。(2001)。药物管理和血液清除的良好实践指南，包括路线和量。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
莫顿DBet al。(1993)。从实验室哺乳动物和鸟类身上提取血液。实验室动物27(1): 22页。doi: 10.1258 / 00236779378108241
Fluttert米et al。(2000)．一种改进的大鼠尾切口连续采血方法。实验动物34(4): 372 - 8。doi: 10.1258 / 002367700780387714
Lee G和Goosens KA(2015)。从大鼠侧尾静脉采血。可视化实验杂志:JoVE(99): 52766。doi: 10.3791/52766
邹女士et al。(2017)。用真空采血系统从非麻醉大鼠尾静脉重复采血。可视化实验杂志:JoVE(130): 55852。doi: 10.3791/55852
颈静脉(非手术)
技术
从颈静脉取样可用于所有菌株，但要求高度熟练，以避免对老鼠造成伤害。应限制其使用，例如，在给药后立即需要采血的研究(例如吸入和输液研究)或需要在给药部位远端取样的研究(例如静脉注射研究)。不需要给老鼠加热。
一个人负责取血样，另一个人负责抑制和监控大鼠。如有必要，采血者可以用一顶帽子抑制头部。血液取自肩胛骨下的一小块三角形皮肤。头部在帽内倾斜一个角度，使取样部位突出。如果需要，可以通过修剪动物的皮毛来改善取样区域的可视化。单人颈静脉取样也是可行的，尽管这需要很高的技术水平。
应该进行抽样无菌．每个样本可采集0.1 - 2ml(通常为0.1 - 0.3 ml)的血液样品体积还有科学论证，24小时内最多采集8个样本。每次尝试的针杆数量应限制在3根以内。如果需要更多的样本，则应考虑手术置管或临时插管不同的血管。
在将大鼠放回鼠笼之前，应停止血流，对采血部位轻轻按压30秒。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 24小时内不应采集超过8份血样。 |
| 样品体积 | 0.1 - 2ml(一般为0.1 - 0.3 ml) |
| 设备 | 23G(1英寸长)针 |
| 员工资源 | 两个人:一个采集血液样本，另一个抑制和监控老鼠。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 高度的能力需要执行这项技术。 |
资源和引用
实验动物福利培训交流(2007年)。清醒大鼠颈静脉采血．
卢卡斯RLet al。(2004)。血液制品的收集和制备。小动物临床实践技术19(2): 55 - 62。doi: 10.1053 / j.ctsap.2004.01.007
Thrivikraman KVet al。(2002)。无拘束清醒大鼠颈静脉置管反复采血。大脑研究协议10(2): 84 - 94。doi: 10.1016 / s1385 - 299 x (02) 00185 - x
Goldkuhl Ret al。(2010)。颈静脉置管大鼠皮质酮和丁丙诺啡的血浆浓度。实验动物44(4): 337 - 43。doi: 10.1258 / la.2010.009115
隐静脉(非手术)
技术
从侧隐静脉取血是一种相对快速的方法，可获得大鼠所有品系的血液样本。它不需要给老鼠加热。
用这种方法对老鼠进行克制、剃须和取样的幻灯片和视频可以在美国科学院的网站上找到挪威实验动物科学和替代品参考中心．
血液从外侧隐静脉收集，该静脉向背侧流过，然后向外侧流过跗骨关节。为了提高静脉的可视性，可以用电动剪子将样本部位剃光。当头发再次生长时，只需重复剃须即可。
老鼠应该克制要么手动，要么用约束管。这可能会造成压力，因此克制的时间应该最小化。在使用约束管的地方，它应该适合大鼠的大小。所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素诱导的压力或交叉感染。
为了采血，应在膝关节正上方施加轻柔的向下压力，使后腿保持伸展姿势。这使皮肤延伸到脚踝，使它更容易夹住和固定隐静脉。请注意，不建议用手术刀刮除毛发，因为它会去除皮肤的表皮层。无菌技术应该使用。麻醉不是必需的，但可以用于难以饲养的动物的福利理由。如果镇静剂中含有末梢血管扩张剂，剂量应低，以避免穿刺部位长时间出血。尝试采集血液样本的次数应该尽量减少(每次不超过三针)。血液通过毛细血管作用收集到红细胞压积管中或被动地收集到管中。
用手指轻轻按压穿刺部位，或者简单地放松操作者对动物腿的抓握，就可以停止血液流动。在血流停止之前，不应该把动物放回笼子里。
24小时内采集的血液样本不应超过4份。如果需要更多的样本，则应考虑手术置管或临时插管。对于多个标本，结痂或血块应清除。
从大鼠隐静脉取样后，可以显示出对肢体暂时的偏爱。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 24小时内采集的血液样本不应超过4份 |
| 样品体积 | 多达0.2毫升可用于单个样本，通常可在不干扰血液学状态的情况下，每隔2周重复一次。另外，考虑到对…的限制，可以抽取多个较小的样品(例如0.02 ml /天)样品体积． |
| 设备 | 23克针或兰斯 |
| 员工资源 | 如果使用约束管，一人。在使用手动约束时，需要两个人:一个负责处理老鼠，一个负责采集血液样本。 |
| 的不利影响 |
|
资源和引用
william Diehl KHet al。(2001)。药物管理和血液清除的良好实践指南，包括路线和量。应用毒理学杂志21(1): 15 - 23。doi: 10.1002 / jat.727
范Herck Het al。(2001)。大鼠眶后丛、隐静脉和尾静脉采血:对选定行为和血液变量的比较影响。实验动物35(2): 131 - 9。doi: 10.1258 / 0023677011911499
Luzzi米et al。(2005)。从啮齿动物采集血液:实验室动物提纯和富集论坛的讨论．动物科技与福利4(2): 99 - 102。
边一个et al。(1998)。小鼠，大鼠，仓鼠，沙鼠，豚鼠，雪貂和水貂的大隐静脉穿刺采血。实验动物32(4): 364 - 8。doi: 10.1258 / 002367798780599866
临时套管(非手术)
技术
当需要在短时间内(如几个小时)重复采血时，应考虑暂时置管外侧尾静脉，以避免多次穿刺及尾静脉损伤。该技术可以与正常的尾静脉出血相结合，以容纳给定方案要求的所有血液样本，但可以减少针的进入次数，并减少老鼠必须在暖箱中待的时间(因为通过临时插管采血可能不需要暖箱)。它适用于所有品系的大鼠，在研究期间动物可以群居。
正常情况下，大鼠尾出血需要在取样前加热以扩张血管。这可能会造成压力，导致唾液分泌导致脱水，此外还会增加代谢率，这可能会影响实验数据。在抑制管中长时间抑制大鼠也可能导致其变热，这将对大鼠产生压力，并可能影响血液参数。查看下面的这项技术。
不需要手术。静脉导管是通过皮肤穿刺插入静脉，用胶带原位．放置后和样品之间使用肝素冲洗(0.1 ml)以防止凝血。在套管的外露端插入一个访问端口，阻止血液流动，然后用胶带将导管固定到位。
一个合适的无菌技术应在手术过程中使用。尾部可能需要清洗，以便看到血管。
每个样品可取0.1 - 2.0 ml(通常为0.1 - 0.3 ml)，并视乎样品体积考虑到反复升温约束的影响，2小时内不超过6个或24小时内不超过8个。
侧尾脉通常从尾尖沿尾长约三分之一处进入。不应尝试在尾部底部插管，因为这可能导致血管周围血栓和炎症，从而显著减少流向血管远端部分的血液。如果插管不成功，可以选择直接静脉穿刺。应尽量减少采集任何血液样本的次数(每次不超过三针)。
一个变暖的内阁在插管前使用(39oC长达10分钟)。只要血液是“自由流动”的，取样前的后续升温可能不需要。如有必要，可根据需要在短时间内(至多5分钟)对鼠进行加热。应该仔细监测大鼠，包括检查体温升高和脱水的迹象。记录鼠在暖柜的时间，定期校准暖柜，避免体温过高;不应该依赖数字显示器。确保机柜内温度均匀，无“热点”。或者，温水洗澡，最大39oC只能用来温暖老鼠的尾巴。应监测浴槽的温度，否则尾部可能被烫伤。
老鼠需要克制这可能会造成压力，因此克制的时间应该最小化。约束可以是手动或使用约束管。坊间证据表明，抱着老鼠比用约束管压力更小。使用约束管的地方，它应该是适当的大小的老鼠，以避免损害尾巴，睾丸，四肢和背部。所有形式的约束设备应经常清洗，以防止信息素诱导的压力或交叉感染。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 理想情况下，两小时内不应采集超过6个样本，或24小时内不应采集超过8个样本，这取决于样本量并考虑反复升温和抑制的影响。 |
| 样品体积 | 0.1 - 2.0 ml(一般为0.1 - 0.3 ml) |
| 设备 | 22G 0.90 mm静脉导管 |
| 员工资源 | 如果使用了管束器，则需要一个人采集血液样本。如果要手动控制老鼠，需要两个人。对于大批量的动物，需要两个人:一个人取血样，一个人操作暖箱。 |
| 的不利影响 |
|
| 其他 | 对大鼠进行加热以扩张血管，应注意避免体温过高和脱水。动物暴露在温暖和克制的时间应该保持在最低限度。 |
资源和引用
Lee G和Goosens KA(2015)。从大鼠侧尾静脉采血。可视化实验杂志:JoVE(99): 52766。doi: 10.3791/52766
Ling S和Jamali F(2003)。插管手术和抑制应激对大鼠血浆皮质酮浓度的影响:改进的皮质酮高效液相色谱法的应用。药学与药学科学杂志6(2): 246 - 51。PMID: 12935437．
Nolan TE和Klein HJ(2002)。方法用鼠类进行血管灌注生物技术的研究。实验动物研究所杂志43(3): 175 - 82。doi: 10.1093 / ilar.43.3.175
Retro-orbital(终端)
技术
又称眶周、眶后及眶静脉窦出血。
血液从静脉窦收集。老鼠是克制脖子被轻轻磨平，眼睛鼓了起来。在内侧、外侧或背侧插入毛细管/移液管。血液通过毛细作用流入毛细管/移液管。获得的样本是静脉血和组织液的混合物，不能代表静脉血。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
数量的样品 |
一个 |
样品体积 |
>3ml，当作为终端程序执行时 |
设备 |
玻璃毛细管或巴斯德移液管。 |
员工资源 |
需要一个人采集血液样本。 |
其他 |
手术应在终末麻醉下进行。 |
| 的不利影响 |
|
资源和引用
乔EJet al。(2021)。比较小鼠眶后丛和面静脉采血缓解动物伦理问题。实验动物研究37(1): 12。doi: 10.1186 / s42826 - 021 - 00090 - 4
Harikrishnan VSet al。(2018)。小鼠和大鼠各种采血方法的比较:对动物福利的影响。实验动物52(3): 253 - 64。doi: 10.1177 / 0023677217741332
夏尔马一个et al。(2014)。使用侧方入路改良大鼠眶后出血技术的安全性和血液样本量和质量。实验室动物43(2): 63 - 6。doi: 10.1038 / laban.432
Luzzi米et al。(2005)。从啮齿动物采集血液:实验室动物提纯和富集论坛的讨论．动物科技与福利4(2): 99 - 102。
范Herck Het al。(1992)．大鼠眼眶穿刺后的组织学变化。实验室动物26(1): 53-8。doi: 10.1258 / 002367792780809048
范Herck Het al。(1998)。不同动物技术人员对大鼠眶窦采血:技术和专业知识的影响。实验室动物32(4): 377 - 86。doi: 10.1258 / 002367798780599794
腹/胸血管(末端)
技术
适用于所有鼠系，这是一种从安乐死大鼠或处于晚期的大鼠获得单一、大、高质量血液样本的合适技术麻醉．根据大鼠的大小，可以从肝门静脉收集5-10毫升的样本，或从其他腹部/胸部血管收集10-15毫升的样本。由于心脏没有被穿刺，这项技术可以用于必要的地方，以避免心脏损伤。
从腹主动脉、尾主动脉或背主动脉、腔静脉或肝门静脉采集血液，通过开腹或开胸进入。去除结缔组织和应用手指压扩张血管是必要的。血液应该慢慢抽出，以防止血管衰竭。手术深度麻醉是必要的。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 根据大鼠的大小，可从肝门静脉取10ml，或从其他腹部/胸部血管取15ml。 |
| 设备 | 19 - 21克针 |
| 员工资源 | 需要一个人来取样。 |
资源和引用
Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
心脏穿刺(终端)
技术
心脏穿刺如果不需要凝血参数、单独的动脉或静脉样本或心脏组织学，这是一种从安乐死大鼠或深度终末麻醉下大鼠获得单一、大、高质量样本的合适技术。适用于所有鼠系。
根据大鼠的大小和心脏是否跳动，可以获得10 - 15毫升的血液样本。血液样本取自心脏，最好是心室，可以通过左侧胸部、横膈膜、胸骨顶部或胸廓切开术进入心室。血液应该慢慢抽出，以防止心脏衰竭。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多15毫升 |
| 设备 | 19 g - 21 g针 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
资源和引用
Beeton Cet al。(2007)。经大鼠隐静脉及心脏穿刺取血。可视化实验杂志:JoVE(7): 266。doi: 10.3791/266
Parasuraman年代et al。(2010)。采集小型实验动物的血液样本。药理学与药物治疗学杂志1(2): 87 - 93。0976 - 500 - x.72350 doi: 10.4103 /
莫顿DBet al。(2001)。物质管理的精炼程序。实验动物35(1): 1-41。doi: 10.1258 / 0023677011911345
附表1击晕及斩首(终点站)
技术
此外，ASPA将其使用限制在体重1公斤或以下的啮齿动物。使用这种技术的主要原因是获取大量没有被麻醉药物或二氧化碳影响的血液。如有必要，可从躯干采集大量血液，但应注意有被其他体液和组织污染的风险。
若要被视为附表1的安乐死方法，必须先确定被击昏的老鼠已死亡，方可进行斩首(例如确认停止血液循环或放血)-见修正案第1(4)条ASPA)．这种方法只能由对动物种类和大小有能力的人进行。应对死去的动物进行击昏和斩首的训练。
总结
| 考虑 | 建议 |
|---|---|
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多10毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(如断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识。 |
斩首(终端)
技术
躯干血从动物被斩首的地方采集，在深度麻醉的情况下。应该注意的是，有被其他体液和组织污染的风险。应在死去的动物身上进行斩首训练。
总结
| 数量的样品 | 一个 |
| 样品体积 | 最多10毫升 |
| 设备 | 适合砍头的锋利工具(如断头台或锋利的剪刀)。 |
| 员工资源 | 需要一个人采集血液样本。 |
| 其他 | 这项技术需要高水平的专业知识 |
